Эндотелиальный гликокаликс системы кровообращения.
реклама
БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ, 2014, том 40, № 2, с. 131–141 ОБЗОРНАЯ СТАТЬЯ УДК 577.152.3 ЭНДОТЕЛИАЛЬНЫЙ ГЛИКОКАЛИКС СИСТЕМЫ КРОВООБРАЩЕНИЯ. I. ОБНАРУЖЕНИЕ, КОМПОНЕНТЫ, СТРУКТУРНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ © 2014 г. А. В. Максименко#, А. Д. Турашев Институт экспериментальной кардиологии ФГБУ “Российский кардиологический научноTпроизводственный комплекс” Министерства здравоохранения Российской Федерации, Москва Поступила в редакцию 12.09.2012 г. Принята к печати 10.06.2013 г. На люминальной поверхности эндотелия кровеносных сосудов располагается сложная и многоком понентная, в основном углеводбелковая система, называемая гликокаликсом. Согласно концеп ции “двойного протекторного слоя” сосудистой стенки гликокаликс предстает первым барьером, стоящим на ее защите. Состав гликокаликса определяется группой протеогликанов, гликопротеи нов и гликозаминогликанов. Выделяют группу мембранных протеогликанов (связанных с мембра нами эндотелиальных клеток синдеканов и глипиканов) и растворимых (перлекан, бигликан, вер сикан, декорин, мимекан). Имеется пять типов гликозаминогликановых цепей – гепарансульфат, хондроитинсульфат, дерматансульфат, кератансульфат и гиалуронан. Между растворимыми компо нентами гликокаликса и протекающей кровью существует динамическое равновесие, что позволяет обособлять эндотелиальный поверхностный слой. Благодаря своей многокомпонентности и распо ложению на границе системы циркуляции крови, гликокаликс участвует в поддержании сосудисто го гомеостаза. Описаны молекулярный состав, свойства компонентов эндотелиального гликока ликса, их биосинтез и общая структура. Ключевые слова: гликокаликс, эндотелий, протеогликаны, гликопротеины, гликозаминогликаны, проT странственная структура гликокаликса, прижизненная микроскопия. DOI: 10.7868/S0132342314020110 # ВВЕДЕНИЕ В условиях физиологической нормы люми нальная поверхность эндотелия сосудистой стенки покрыта слоем разнообразных связанных с эндо телиальной мембраной макромолекул, совокуп ность которых представляет собой эндотелиальный гликокаликс (ЭГ) [1]. Входящие в его состав белко воуглеводные и углеводнолипидные комплексы вместе с белками плазмы крови формируют вы стилку на эндотелии со специфичной структурой и широким набором функций [2]. В последнее деся тилетие неоспоримо заметен рост исследователь ского интереса к ЭГ и с развитием новых методов исследования возросла многосторонность его изу чения. В предлагаемой вниманию публикации Сокращения: CLSM и TPLSM – сканирующая и двухфо тонная лазерная сканирующая микроскопия, FITC – флу оресцеинизотиоцианат, GFI – гликозилфосфатидилино зитол, HAS – гиалуронансинтазы, TNFα – фактор некроза опухолей α, АФК – активные формы кислорода, ГАГ – гликозаминогликаны, ЛПНП – липопротеины низкой плотности, ПГ – протеогликаны, ЭГ – эндотелиальный гликокаликс. # Автор для связи (тел.: +7 (495) 4146025; эл. почта: alex mak@cardio.ru). (в двух частях) делается первая попытка обобще ния накопленных данных о ЭГ и об их биомеди цинском использовании в смежных областях ис следований. Расположение ЭГ на стратегической границе между кровотоком и сосудистым эндотелием обу словливает его влияние на распределение жидко сти между тканью и сосудистой системой [3]. Именно различия между данными теоретических расчетов фильтрации жидкостей в микрососудах и экспериментально полученными результатами указывают на существование ЭГ [2]. Проведен ные ранее определения параметров фильтрации на моделях (согласно принципу Старлинга [4]) по разнице между гидравлическим и коллоидноос мотическим (онкотическим) давлениями в про свете сосуда и в прилегающей ткани, а также по гидравлической проводимости сосудистой стен ки [4] пренебрегали присутствием белка (в силу его низкой концентрации в тканях), не учитыва ли венозной реабсорбции жидкости и наличия тока лимфы [2]. Отмеченные выше допущения и недостатки методов, порождавшие устойчивые различия между теоретическими и эксперимен тальными результатами, привели к необходимо 131 132 МАКСИМЕНКО, ТУРАШЕВ сти критического пересмотра сформировавшейся еще в позапрошлом веке концепции капилляр ной фильтрации жидкости через стенки сосудов. Современная концепция предполагает, что филь трационные свойства капиллярной стенки опре деляются наличием на ее эндотелиальной поверх ности (поверх трансэндотелиальных каналов и областей межклеточных контактов) – волокни стой пористой матрицы ЭГ [5, 6]. Предсказанное существование ЭГ [7, 8] ждало своего визуального подтверждения более двадца ти лет. Впервые оно было получено с помощью метода трансмиссионной электронной микро скопии на образцах микрососудистой сети слизи стой оболочки кишечника крысы с использова нием катионного красителя рутения красного [9]. Впоследствии в качестве маркеров ЭГ использова лись коллоидное золото [10], иммунопероксидаз ное мечение [11], белки с высокой полярностью, такие как катионизированный ферритин [12]. Определяемая толщина ЭГ в работах [10–12] пре вышала первоначально установленную (~20 нм [9]) в 1.5–2 раза и противоречила расчетным вели чинам математических моделей (1000 нм) [13, 14]. Оказалось, что при использовании указанных фиксаторов происходит растворение и удаление большинства компонентов ЭГ, что искажает его вид в подготовленных для микроскопии препара тах, занижая величину экспериментальных ре зультатов. Для предотвращения разрушения структуры ЭГ стали использовать в качестве красителя аль циановый голубой 8GX [15]. Установленная тол щина ЭГ в капиллярах миокарда крысы составля ла 200–500 нм, а после обработки гиалуронидазой снижалась до 100–200 нм. Похожие значения бы ли получены для гломерулярных капилляров с ис пользованием фторуглеродных фиксаторов [16, 17] и глутарового альдегида [18, 19]. Предлагаемые методы визуализации ЭГ на ос нове микроскопии были ограничены невозмож ностью его наблюдения in vivo и артефактами фиксации при подготовке препаратов для микро скопии. Это объясняет интерес, возникший к ме тодам прижизненной микроскопии, таким как “методика высвобождения красителя” [20], опре делявшая ЭГ как пробел между сосудистой стен кой капилляра и последовательно движущимися друг за другом в кровотоке эритроцитами. Ис пользование меченного флуоресцеинизотиоциа натом декстрана (FITCдекстран, М 70 кДа) поз волило определить толщину ЭГ в капиллярах поддерживающей тестикулы кремастерной мыш цы хомяка равной 400–500 нм. Эти данные под тверждали разрушение ЭГ при его визуализации методом микроскопии ex vivo и обусловили ши рокое применение FITCдекстрана для слежения за роллингом лейкоцитов по ЭГ [21], за сжатием ЭГ эритроцитами при окклюзии/реперфузии кровотока [20] и за действием на ЭГ активных форм кислорода (АФК) [20] и окисленных липо протеинов низкой плотности (ЛПНП) [22]. Огра ничения такого подхода обусловлены пригодно стью этой методики только для работы с сосудами размером не крупнее 12–15 мкм и только с опре деленным типом ткани, подобной кремастерной мышце хомяка (низкая толщина, четкое различие эндотелиоцитов и клеток крови, возможность из мерения локальных скоростей кровотока), а так же отсутствием прямой визуализации ЭГ. Перфузия флуоресцентных микрочастиц в ве нулах кремастерной мышцы хомяка служила так же для оценки характера распределения их скоро стей по всему профилю сечения микрососуда [23]. Эффективная гидродинамическая толщина ЭГ была порядка 0.3–0.35 мкм. Полный анализ профиля скоростей по всей плоскости микросо суда позволил уточнить полученные ранее дан ные по толщине ЭГ [24]. В венулах эффективная толщина ЭГ составляла ~0.5 мкм, а после его де градации лазерным облучением – 0.2 мкм. Прямой визуализации ЭГ удалось добиться, используя в качестве маркерных флуоресцентных соединений лектины, способные связываться со специфическими углеводами сосудистой стенки, и антитела против белков и углеводов в ЭГ [25, 26]. Лазерная сканирующая микроскопия тканевых образцов (конфокального (CLSM) и двухфотон ного (TPLSM) типа) позволяет создавать про странственную реконструкцию визуализируемых объектов с последующей обработкой полученных данных. Методом CLSM был визуализирован ЭГ толщиной 2–3 мкм на поверхности культивируе мых эндотелиоцитов [27]. Глубина проникнове ния световых лучей в ткани при использовании метода CLSM составила не более 40 мкм, что ограничивает его использование на крупных со судах с толстой стенкой, обычно расположенных глубже, а также на изолированных органах и кле точных культурах. Изучать ткани на глубине более 1 мм дает воз можность метод TPLSM, позволяя осуществлять визуализацию ЭГ в крупных артериях, таких как сонная артерия мыши с толщиной ЭГ 3.5–5.5 мкм [28]. Сегодня этот метод видится наиболее пер спективным в исследовании функционирования ЭГ in vivo в микро и макроциркуляторной систе ме мелких животных. Кроме того, проводятся эксперименты по раз работке диагностических методик неинвазивной и воспроизводимой оценки ЭГ у людей, необходи мой для соотнесения состояния ЭГ с риском раз вития сердечнососудистых заболеваний. Один из разрабатываемых подходов базируется на оценке состояния гликокаликса микроциркуляторной сети в сублингвальной области человека. Такая БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014 ЭНДОТЕЛИАЛЬНЫЙ ГЛИКОКАЛИКС СИСТЕМЫ КРОВООБРАЩЕНИЯ оценка формируется с помощью метода ортого нальной поляризационной спектроскопии (or thogonal polarization spectroscopy, OPS) по данным изменения размеров толщины колонны эритро цитов в капилляре после единичного прохожде ния лейкоцита [29]. Полученные результаты со поставляли с измерениями системного объема ЭГ и была показана обратная связь между толщиной ЭГ микроциркуляторной сети и наличием факто ров риска сердечнососудистых поражений. Пер спективной для таких целей предстает методика темнопольной микроскопии (sidestream dark field imaging, SDF) [30]. Растущая сегодня актуальность изучения ЭГ обнаружила разную степень изученности свойств его разнообразных компонентов и продемон стрировала целесообразность новых аспектов его исследования. В нашем обзоре будет рассмотрен широкий круг вопросов, связанных с изучением ЭГ в рамках науки о живом. Первая часть обзора посвящена многокомпонентному составу ЭГ, его структурной организации и биосинтезу его эле ментов. Во второй части речь пойдет о многооб разных функциях ЭГ в состоянии нормы и пато логии и биоинженерном использовании компо нентов ЭГ. Компоненты гликокаликса ЭГ представляет собой высокоорганизованный полианионный комплекс, среди компонентов ко торого преобладают полисахариды – гликозами ногликаны (ГАГ). Эти сложные сахара связывают ся с поверхностью эндотелиальной клетки, кова лентно присоединяясь к белковым “каркасным” молекулам, образуя протеогликаны – синдеканы (связывают 5 цепей гепаран/хондроитинсульфа та) и глипиканы (связывают 3 цепи гепаран/хон дроитинсульфата) [2, 31]. ГАГ могут нековалент но связываться с другими белковыми компонен тами ЭГ – гиаладгеринами, гликопротеинами [32]. Эти мембранные белки содержат в своей структуре олигосахаридные компоненты с концевыми сиало выми кислотами, что создает на их поверхности специфические участки связывания разнообраз ных сигнальных молекул. Экспонированный к просвету сосуда поверх ностный слой ЭГ состоит преимущественно из многочисленных растворимых компонентов, свя зывающихся с отрицательно заряженными груп пировками через катионные участки своей струк туры. В число этих компонентов входят раствори мые протеогликаны (такие как бигликан, перлекан, декорин, версикан, мимекан, свойства и различия которых будут рассмотрены ниже), плазматические белки, ферменты и их ингибито том 40 №2 ры, цитокины, факторы роста, положительно за ряженные аминокислоты, низкомолекулярные катионы и молекулы воды [1, 33, 34]. Структура ЭГ это весьма динамичное образо вание, в котором постоянно происходит замеще ние компонентов (в первую очередь раствори мых) [35, 36]. Следует также учитывать, что ЭГ подвергается воздействию специфических проте аз и гликозидаз, регулирующих его плотность и функции [37]. Более того, динамические измене ния параметров кровотока (например, напряже ние сдвига) и действие сигнальных молекул вызы вают постоянное изменение профиля экспрессии и катаболизма мембранных молекул апикальной поверхности эндотелиальных клеток, модулируя тем самым толщину ЭГ [38]. Прямые методики ви зуализации показывают, что ЭГ преимущественно представляет собой самоорганизующуюся про странственную сеть различных полисахаридов [39]. Направленное ферментативное удаление лю бого из них оказывает значительное воздействие на функции ЭГ, что демонстрирует важность всех его компонентов для правильного функциониро вания структуры как целого [40, 41]. Детерминанты гликокаликса – протеогликаны и гликозаминогликаны СОСТАВ ЭНДОТЕЛИАЛЬНОГО ГЛИКОКАЛИКСА БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ 133 2014 Протеогликаны (ПГ), выступая в качестве ос новных опорных структур для остальных компо нентов ЭГ, представляют собой вытянутые белко вые молекулы (коровые белки), которые имеют несколько участков для ковалентного присоеди нения цепей ГАГ. Обладающие линейной структу рой ГАГ являются отрицательно заряженными по лимерами, неразветвленная углеводная цепь ко торых построена из чередующихся дисахаридов [42, 43] (рис. 1). Эти дисахариды образованы уро новыми кислотами (Dглюкуроновой или Lиду роновой), соединенными с гексозаминами (Dга лактозамином или Dглюкозамином). Почти все ГАГ (за исключением одного пред ставителя, гиалуронана) имеют в своей структуре модифицированные моносахаридные остатки [44, 45]. Существует множество ферментов, кото рые после посттрансляционной сборки полисаха ридных цепей на коровом белке ПГ катализируют сульфатирование и/или (дез)ацетилирование функциональных групп ГАГ; при этом в каждом случае степень модификации может изменяться в широчайших пределах [46–48], что создает гро мадное разнообразие функционально гетероген ных соединений [39]. Интересно отметить, что присоединение/встраивание 35SO4 в ГАГ (хондро цитов конечности эмбриона цыпленка) медленно (~12 ч) ингибируется высокими концентрациями (200 мкг/мл) гиалуронана и его олигосахаридов [49]. При этом величина подавления гиалурона 134 МАКСИМЕНКО, ТУРАШЕВ ГАЛАКТОЗ ГЛЮКОЗ АМИНОАЛКАНЫ ПОЛИМЕРЫ СОПОЛИМЕРЫ 4)GlcA(β1–3)GlcNAc(β1 n отсутствует Oсульфатирование ГИАЛУРОНОВАЯ КИСЛОТА 4)GlcA(β1–3)GalNAc(β1 n (2SO–3 ) (4SO3–, 6SO–3 ) ХОНДРОИТИНСУЛЬФАТ 4)GlcA(β1 IdoA(α1 (2SO–3 ) 4)GlcNAc(α1 GlcNSO–3 (3SO–3, n 6SO–3 ) ГЕПАРИН/ГЕПАРАНСУЛЬФАТ 4)GlcA(β1 IdoA(α1 (2SO–3 ) 3)GalNAc(β1 n (4SO–3, 6SO–3 ) ДЕРМАТАНСУЛЬФАТ Рис. 1. Схематическое представление структур дисахаридных звеньев полимерных (содержащих остатки только глюкуроновой кислоты) и сополимерных (состоящих из разных полимерных звеньев с остатками глюкуроновой и идуроновой кислот) гликозаминогликанов (с разной степенью сульфатирования) и их условная классификация. ном встраивания 35SO4 сходна для его тетрамера и более крупных по мол. массе олигомеров, воз можно, изза ингибирования ими синтеза ПГ, уменьшающего количество сульфатируемых ГАГ. Наличие спиральной конформации в сульфати рованных ГАГ [50] зависит от локализации/рас положения центров сульфатирования, подвиж ности/эластичности связанных моносахаридов в полимерной цепи и силы внутримолекулярных электростатических взаимодействий [51]. Дей ствительно, при физиологических параметрах среды растяжение спирали ГАГ может доходить до 80% от ее линейной длины. Существует пять типов ГАГ: гепарин/гепаран сульфат, хондроитинсульфат, дерматансульфат, кератансульфат и гиалуронан (гиалуроновая кис лота) [46]. При этом они могут подразделяться по тому или иному параметру на соответствующие подгруппы. К примеру, различие может основы ваться на природе входящего в структуру ГАГ аминосахара: содержащие галактозамин хондро итинсульфат и дерматансульфат поэтому называ ются галактозаминогликанами, а содержащие глюкозамин гепарин/гепарансульфат и гиалуро нан – глюкозаминогликанами (рис. 1) [52]. Стоит также отметить, что дерматансульфат часто рас сматривается как обособленный ГАГ, тогда как в действительности он является измененной моле кулой хондроитинсульфата. Различие между ни ми состоит в замене глюкуроновой кислоты (хон дроитинсульфат) на эпимерную идуроновую (дерматансульфат), что изменяет свойства поли сахарида [43]. Каждый тип ГАГ достаточно хорошо структур но и функционально охарактеризован. Эти поли сахариды в изобилии представлены во внеклеточ ном матриксе тканей позвоночных и принимают участие во множестве физиологических и пато физиологических процессов. Все ГАГ могут участвовать в передаче клеточных сигналов, эм бриогенезе, ангиогенезе, развитии и метастази ровании опухолей, аксональном росте [53–56]. Важным свойством гепарина и некоторых типов гепарансульфата (в зависимости от типа сульфа тирования их структуры) является регуляция свертываемости крови [57]. Некоторые гепаран сульфаты с определенным типом сульфатирова ния полностью лишаются антикоагулянтных свойств, но приобретают способность подавлять рост опухолей [58, 59]. Так как сульфатированные ГАГ входят в состав внеклеточных белковых ком позиций (в том числе амилоидов), они влияют на протекание таких заболеваний, как амилоидные дистрофии, болезнь Альцгеймера, диабет 2ого ти па, болезнь Паркинсона и прионные инфекции [60]. Воспалительные процессы также не обхо дятся без участия этих полимеров, выполняющих функцию вспомогательных соединений для реа лизации иммунного ответа организма [61]. Благо даря взаимодействию с клеточной поверхностью некоторых патогенных микроорганизмов, ГАГ могут способствовать микробному патогенезу и инвазии [62]. Все ГАГ, за исключением гиалуронана, связа ны с коровыми белками ПГ ковалентной связью [42]. Узел связи представляет собой специфичную трисахаридную структуру, состоящую из двух остатков галактозы (Gal) и остатка ксилозы (Xyl), которая присоединена к сериновому остатку ко рового белка Огликозидной связью. После при соединения к трисахариду глюкуроновой кислоты (GlcA) осуществляется рост полисахаридной цепи ГАГ. Некоторые формы кератансульфата связыва ются с коровым белком через боковую аминогруп пу аспарагина Nгликозидной связью [43]. БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014 ЭНДОТЕЛИАЛЬНЫЙ ГЛИКОКАЛИКС СИСТЕМЫ КРОВООБРАЩЕНИЯ 135 КРОВОТОК СИНДЕКАНЫ 1 ГЛИКОПРОТЕИН 2 4 и ГЛИПИКАН51 РАСТВОРИМЫЙ ПРОТЕОГЛИКАН домены корового белка цепи гепарансульфата сахаридные остатки белковая цепь ГИАЛУРОНАН гликозаминогликановые цепи цепи хондроитин сульфата гиалуронановая цепь белковая цепь Липидная мембрана эндотелия Цитозоль гликозилфосфатидил инозитольный домен трансмембранный домен гиаладгерин ЭНДОТЕЛИЙ цитоплазматический домен Рис. 2. Схематическое представление мембранных (синдеканы и глипикан1) и растворимых (в обобщенном виде) протеогликанов эндотелиального гликокаликса, а также гликопротеинов и гиалуронана на люминальной сосудистой поверхности. Связывание ГАГ с коровым белком стабилизи рует структуру полисахаридов, а примембранный ЭГ может быть организован в два слоя вдоль на правления кровотока – внутренний слой толщи ной в несколько десятков нанометров вблизи мембранной поверхности и наружный слой – до 500 нм толщиной, который содержит вытянутые коровые белки [2]. Между этими слоями может располагаться гиалуронан. Гепарансульфат, веро ятно, локализуется в наружном слое благодаря его доминирующему содержанию среди ГАГ [63] и заметной роли в механической передаче дей ствия напряжения сдвига кровотока на эндотелий при продуцировании оксида азота [64]. Мембранные протеогликаны Экспонированные на клеточной поверхности или накопленные в секреторных гранулах ПГ мо гут различаться по ряду параметров, таких как размер полипептидной цепи, характер связыва ния с мембраной эндотелиальной клетки, коли чество участков присоединения ГАГ. На основа нии таких признаков молекулы ПГ подразделя ются на несколько групп. ПГ, входящие в группы синдеканов (белки с трансмембранным доме ном, 4 подтипа) и глипиканов (мембранные бел БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014 ки, связанные с гликозилфосфатидилинозито лом [GPIякорь], 6 подтипов), присоединены к клеточной мембране, тогда как другие ПГ (бигли кан, мимикан, перлекан, версикан и декорин, раз личающиеся по виду белкового и ГАГкомпонента, а также по содержанию ГАГ) растворимы и связаны с ЭГ благодаря своим ионогенным структурным группам [63, 65]. ПГ не обладают способностью свя зывать ГАГ какогото определенного типа, обычно те или иные группы ПГ содержат несколько типов углеводных полимеров (рис. 2). На соотношение разных типов ГАГ в составе ПГ могут влиять раз личные факторы в процессе биосинтеза ПГ. Гепарансульфатсодержащие ПГ сосудистой стенки являются наиболее распространенными – составляют 50–90% от общего количества ПГ [1]. Это значение существенно варьирует в указанном интервале изза разнообразных воздействий на эн дотелиальную клетку. Менее распространенными на поверхности ЭГ являются хондроитинсульфаты различных видов, при этом традиционно указыва ется, что соотношение между гепарансульфатом и хондроитинсульфатом в ЭГ составляет 4 : 1 [26, 66]. Распространение в сосудистой сети ПГ кератан сульфата и его функции остаются до их пор невы ясненными. 136 МАКСИМЕНКО, ТУРАШЕВ ПГ клеточной поверхности представлены в первую очередь синдеканами трех подтипов: син деканы 1 (33 кДа), 2 (23 кДа) и 4 (22 кДа) [67]. Ко ровые белки этих ПГ имеют в своей структуре ко роткий Сконцевой цитоплазматический домен, трансмембранный домен и внеклеточный домен, который содержит несколько участков присоеди нения ГАГ – гепаран и хондроитинсульфатов [68, 69]. Синдекан1 во внеклеточном домене вблизи клеточной мембраны имеет несколько участков присоединения цепей хондроитинсуль фата и на более значительном удалении от мем браны, ближе к Nконцу корового белка – три участка присоединения цепей гепарансульфата. Синдекан2 и синдекан4 не имеют участков свя зывания хондроитинсульфата (рис. 2), структур но различаясь лишь локализацией центров проте азного расщепления корового белка, что опреде ляет различие продуктов их протеолиза и разное обозначение [68, 70]. Основным свойством трансмембранных моле кул синдеканов является способность передавать сигналы из внеклеточного окружения в клетку, так как связывание специфических лигандов с ге парансульфатными цепями на клеточной поверх ности приводит к активации внутриклеточных факторов ПГ молекулы. Такая активация вызыва ет каскад процессов, приводящих к изменению связывающих свойств внеклеточных фрагментов ПГ и к реорганизации цитоскелета. Глипиканы, имеющие шесть подтипов, на по верхности эндотелия представлены только гли пиканом1 (64 кДа) [68]. Его участки связывания (3 или 4 на молекулу ПГ), несущие преимуще ственно цепи гепарансульфата, находятся около плазматической мембраны. NТерминальная часть этого ПГ содержит множество цистеиновых остат ков и изза этого принимает глобулярную форму (рис. 2), что отличает эти домены от внеклеточных доменов синдеканов, имеющих вытянутую форму. Глипиканы не являются трансмембранными бел ками: их молекулы связаны с мембраной через GPIякорь и локализуются преимущественно на липидных рафтах в местах скопления холестери на и сфинголипидов [71, 72]. Подобные фрагмен ты мембраны (липидные рафты с глипиканами) принимают участие в процессах везикулярного транспорта и передачи клеточных сигналов. Ин теграция этих фрагментов с белком кавеолином1 ведет к образованию на мембранных участках, свя занных с цитоскелетом, кавеол (углублений). В них присутствуют разнообразные сигнальные мо лекулы, например, эндотелиальноая NOсинтаза (eNOS), влияющая на тонус кровеносных сосудов [73]. В целом, ПГ могут классифицироваться по разным признакам: их локализации в организме, видовому происхождению, составу ГАГцепей, типу корового белка. Это объясняет разнообразие направлений изучения этих объектов, объединяе мых их основной функцией в организме – сопря жения вне и внутриклеточных сигналов функци онирования эндотелия. Гиалуронан и растворимые протеогликаны Важным компонентом гликокаликса является гиалуронан, представляющий собой самый круп ный ГАГ (до 104 кДа) [47]. Он является единствен ным ГАГ, который не связывается ковалентно с ко ровыми белками ПГ, а фиксируется в ЭГ через вза имодействия со специфическими рецепторами клеточной поверхности, такими как гликопротеин CD44, RHAMM (рецептор опосредованной ги алуронаном подвижности, CD168 на клеточной по верхности) и LYVE1 (рецептор гиалуронана, экс понированный на поверхности эндотелия лимфа тических сосудов) [74, 75]. Более того, многие белки с разнообразными активностями (STABILIN1/2, TSG6, CD38, CDC37, ITI, SPACR и др.) по способ ности связывать гиалуронан объединяются в группу белков гиаладгеринов. Обеспечиваемое ими разнообразие представления гиалуронана на клеточной поверхности обусловливает участие этого полимера во многих процессах передачи клеточных сигналов (рис. 2) [65]. Растворимые ПГ образуют наружный (обрати мо связанный) слой ЭГ, находящийся в состоя нии динамического равновесия с протекающей кровью. Структура некоторых таких ПГ известна. Крупный растворимый ПГ перлекан (450 кДа), со стоит из пяти доменов, один из которых имеет 3 центра присоединения гепаран и хондроитин сульфатов и секретируется эндотелиальными и гладкомышечными клетками крупных сосудов [76]. Этот ПГ участвует в формировании внекле точного субэндотелиального матрикса и базальной мембраны сосудов, способствуя поддержанию ба рьерной функции эндотелия и его целостности за счет связывания с молекулами клеточной адгезии (например, интегринами), подавляет пролифера цию гладкомышечных клеток и стимулирует про лиферацию эндотелиальных клеток посредством связывания факторов роста. Вместе с перлеканом клетки сосудов секретируют такие растворимые хондроитин/дерматан и кератансульфатсодержа щие ПГ, как версикан (370 кДа), декорин (40 кДа), бигликан (40 кДа) и мимекан (35 кДа), которые могут входить в состав внеклеточного матрикса сосуда и ЭГ (рис. 2). Структура и свойства раство римых ПГ продолжает исследоваться [39, 77]. Эндотелиальные гликопротеины Наравне с ПГ в организации структуры ЭГ и обеспечении его связи с клеточной мембраной эндотелия могут участвовать некоторые глико протеины [39, 78]. Они не содержат цепей гликоз аминогликанов и представляют собой закреплен БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014 ЭНДОТЕЛИАЛЬНЫЙ ГЛИКОКАЛИКС СИСТЕМЫ КРОВООБРАЩЕНИЯ ные в мембране белки, к внеклеточной части ко торых присоединены короткие разветвленные олигосахариды (2–15 моносахаридных остатков) (рис. 2). Углеводная цепь этих олигомеров завер шается сиаловыми кислотами, вносящими вклад в отрицательный заряд ЭГ вследствие их иониза ции в области физиологических значений pH. В биомедицинской химии гликопротеины высту пают в качестве молекул клеточной адгезии и ре цепторов межклеточной сигнализации, а также как компоненты систем фибринолиза и коагуля ции [79, 80]. Уровень экспрессии таких гликопро теинов на эндотелиальных клетках зависит от многих факторов, обусловливающих активацию эндотелия. Основными гликопротеиновыми молекулами клеточной стенки являются интегрины, селекти ны, суперсемейство иммуноглобулинов [81, 82]. Интегрины представляют собой рецепторы кле точной поверхности, способствующие как меж клеточной адгезии, так и связи клетки с компо нентами внеклеточного матрикса и базальными мембранами. Эти гетеродимерные молекулы со стоят из двух нековалентно связанных друг с дру гом трансмембранных субъединиц (α и β) [83]. Гликопротеины семейства селектинов представ ляют собой трансмембранные белки с цитоплаз матическим участком и несколькими внеклеточ ными доменами, один из которых по своей струк туре сходен с эпидермальным фактором роста (EGFдомен), а другой, Nтерминальный, явля ется лектиновой структурой, связывающей угле водные структуры [84]. Гликопротеины суперсемейства иммуноглобу линов являются трансмембранными белками, внеклеточные домены которых содержат различ ное количество иммуноглобулиновых фрагмен тов. На эндотелии сосудистой стенки соединения этого типа представлены молекулами клеточной адгезии ICAM1 и ICAM2, молекулой адгезии клеток сосуда VCAM1 и молекулой адгезии тромбоцитов к эндотелию PECAM1. Молекулы ICAM1 (CD54), ICAM2 (CD102) и VCAM1 обеспечивают адгезию нейтрофилов, моноцитов, эозинофилов и лимфоцитов к активированному эндотелию путем связывания с лейкоцитарными интегринами LFA1, Mac1, α4β1 для экстраваза ции клеток иммунной системы в воспаленные ткани [85]. Помимо описанных выше соединений в состав гликокаликса могут входить другие типы глико протеинов, принимающих участие в процессах поддержания сосудистого гомеостаза, фибрино лиза и коагуляции крови. В качестве примера мож но привести имеющийся в мембране эндотелия гликопротеин тромбомодулин [86]. Этот сложный белок, связывая тромбин и удаляя его из системы свертывания крови, ускоряет процесс активации БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014 137 протеина С, разрушающего ряд факторов коагуля ции (VIIIa и Va) и ингибирующего образование тромбина, что определяет важную антикоагулянт ную функцию тромбомодулина. Другой случай – экспрессирующийся на эндотелиальных клетках и тромбоцитах гликопротеиновый макрокомплекс IbIXV. Он состоит из четырех трансмембранных компонентов [87] и связывает фактор Виллебран та (vWF) и Pселектин, способствуя активации тромбоцитов и их прилипанию к субэндотелию при повреждении сосудистой стенки [88, 89]. СТРОЕНИЕ ЭНДОТЕЛИАЛЬНОГО ГЛИКОКАЛИКСА Описанные мембранные ПГ и гликопротеины образуют квазипериодическую трехмерную сеть, формирующую специфическую ультраструктуру на люминальной поверхности эндотелия. Волок на этой сети, представляющие собой коровые белки ПГ, имеют диаметр порядка 10–12 нм и расположены друг от друга на расстоянии ~20 нм [90]. Данные, полученные при изучении изготов ленных методом криоскалывания поперечных сосудистых срезов, а также общие результаты микроскопии ЭГ продемонстрировали существо вание центров заякоривания коровых белков на мембране и соединения этих центров со структу рами цитоскелета. Исходящие из этих центров ко ровые белки образуют квазигексагональную ячеи стую структуру с шагом решетки между центрами заякоривания порядка 100 нм [18, 90]. Подобная структура согласуется с концепцией, рассматрива ющей ЭГ как волоконную матрицу, выполняющую функцию внеклеточного молекулярного фильтра. На основании данных о существовании подобной ультраструктуры была создана идеальная матема тическая модель, с помощью которой прогнози ровались механизмы процесса фильтрации через ЭГ, расчет сопротивления ЭГ к различным скоро стям тока крови системы кровообращения и пе редачи напряжения сдвига кровотока к корти кальному цитоскелету [91]. Отмеченная квазипериодичность сети ЭГ была присуща и гликокаликсу лейкоцитов, что демон стрирует общность этой выявленной структурной организации на разных клеточных поверхностях. Отмечалось, что в результате обработки предназна ченных для сканирующей электронной микроско пии клеток крови (из крови пациентов с хрониче ским лимфолейкозом или миелолейкозом) раство ром 2.56 М (15%ным) NaCl формируется гелевое окружение, имеющее упорядоченную сетевую структуру. По данным атомносиловой микроско пии, период этой структуры составлял 100–150 нм [92]. Диаметр клетки с окружающим ее набухшим гелемгликокаликсом достигал размера до 30 мкм [93]. Отмеченный эффект, позволявший увеличи 138 МАКСИМЕНКО, ТУРАШЕВ вать размера гликокаликса на три порядка, весь ма интересен для изучения его структуры [92, 93]. С помощью электронной микроскопии было показано, что ЭГ может быть организован в два слоя: внутренний слой, толщиной в несколько десятков нанометров, у поверхности эндотели альной мембраны, и внешний слой, состоящий из коровых белков и простирающийся на 500 нм и больше [18] (рис. 3). В этот слой входят раствори мые компоненты, такие как белки кровотока и соединения, экспрессируемые эндотелиальными клетками. Помимо структурной роли они реали зуют некоторые важные функции гликокаликса. Так, белки плазмы – α1гликопротеид (орозому коид) и альбумин, абсорбируясь на внешней по верхности ЭГ, участвуют в создании селективного заряженного барьера для избирательной тканевой фильтрации [12]. На границе раздела этих слоев присутствует гиалуронан, связанный своими ре цепторами с клеточной поверхностью и цепями хондроитинсульфата ПГ. Возможность располо жения гиалуронана в глубине ЭГ была показана в нескольких экспериментах с использованием раз личных гликолитических ферментов. Длительная (в течение 2 ч) обработка гиалуронидазой (деполи меризующим гиалуронан ферментом) вызывает незначительное сокращение (снижение высоты) структуры ЭГ, тогда как кратковременное ис пользование фермента гепариназы, удаляющего гепарансульфат от его ПГ, приводит к существен ному изменению (утоньшению) структуры ЭГ [25, 94]. Эти данные косвенно указывают на рас положение гиалуронана внутри ЭГ около мем браны эндотелиальных клеток и экранирование гиалуронана другими ПГ (рис. 3). Благодаря своим вязкоэластичным свойствам и агрегации с образованием стабильных комплек сов, гиалуронан создает гелеподобную подложку и стабилизирует вытянутые структуры ПГ и остальных ГАГ [76]. ПГ и гликопротеины за счет своих углеводных компонентов, вероятно, также поддерживают целостность структуры ЭГ, взаи модействуя с соседними коровыми белками через ГАГцепи [95]. Эти взаимодействия, скорее всего, носят электростатический характер, однако воз можно и существование белковых структур, кова лентно связывающих ГАГ друг с другом, напри мер, в интерαтрипсиновом ингибиторе (IαI) [96]. Полагают, что проницаемость ЭГ определя ется, главным образом, присутствием гиалурона на, а объем ЭГ регулируется ПГ [97, 98]. По дру гим данным, эксперименты с ферментативным удалением ГАГкомпонентов ЭГ показывают, что ГАГ не взаимодействуют друг с другом для стаби лизации ЭГ, но на индивидуальных ГАГцепях могут формироваться центры связывания альбу мина [40] для регуляции объема ЭГ. БИОСИНТЕЗ ПРОТЕОГЛИКАНОВ И ГЛИКОЗАМИНОГЛИКАНОВ Содержащие гепарансульфат и хондроитин сульфат ПГ синтезируются в эндоплазматиче ском ретикулуме и аппарате Гольджи клеток эн дотелия [46, 47, 65]. Структуры этих белков даже в одной группе могут значительно различаться вследствие дифференциальной экспрессии генов, альтернативного сплайсинга экзонов и в результа те посттрансляционной сборки и модификации цепей ГАГ. После того как рибосома на эндоплаз матическом ретикулуме произведет трансляцию корового белка ПГ, фермент ксилозилтрансфераза переносит остаток ксилозы с субстрата уридинди фосфата ксилозы на 3гидроксигруппу специфи ческого остатка серина в структуре корового бел ка. После этого коровый белок экспортируется в цискомплекс аппарата Гольджи, где два фермен та гликозилтрансферазы типа I и II присоединя ют к остатку ксилозы сначала два галактозных остатка, а затем глюкуронильный остаток для об разования первичного линкера при синтезе цепи | ГАГ (GlcAβ3Galβ3Galβ4Xylβ3 Ser | ). После этого для синтеза гепарансульфата к линкеру в положение 4 остатка GlcA присоединя ется остаток GlcNAc, а для синтеза хондрои тин/дерматансульфата – остаток GalNAc с после дующим удлинением цепи путем попеременного присоединения по ее невосстанавливающему концу остатков глюкуроновой кислоты и глико заминов. В дальнейшем растущая цепь подверга ется разнообразным структурным модификаци ям, таким как и Oсульфатирование (и Nсульфа тирование для гепарансульфата) и эпимеризация, при которой остатки глюкуроновой кислоты кон вертируются в идуроновую. Модификации цепей ГАГ на коровом белке происходят как в цис, так и в транскомплексе аппарата Гольджи и определя ют финальный тип и функциональность получае мого ПГ. Гиалуронан синтезируется на внутренней по верхности цитоплазматической мембраны клетки группой ферментов, существенно отличающихся от остальных гликозилтрансфераз [99]. Эта группа ферментов известна под названием гиалуронан синтазы (HAS). У млекопитающих существует три типа подобных ферментов, структуры которых представляют собой комплекс трансмембранных доменов, связанных друг с другом крупными цито плазматическими петлями. Расположенный у ци топлазматической поверхности мембраны ката литический центр этих ферментов с двойной (трансферазной и синтазной) активностью пере носит с необходимых субстратов (нуклеотидных сахаров, нуклеозидфосфатов) и присоединяет к гиалуронановой цепи остатки Nацетилглюкоз амина и глюкуроновой кислоты [100]. Растущая полимерная цепь гиалуронана продавливается БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014 ЭНДОТЕЛИАЛЬНЫЙ ГЛИКОКАЛИКС СИСТЕМЫ КРОВООБРАЩЕНИЯ через мембрану во внеклеточное пространство, где фиксируется специфическими рецепторами клеточной поверхности [101]. ЗАКЛЮЧЕНИЕ Концепция поверхностного слоя эндотелия была сформулирована в 60х годах прошлого ве ка. Однако доказательной методологической ба зы того времени было недостаточно для опреде ления общей структуры и точного молекулярного состава ЭГ. Эти задачи были в значительной мере решены благодаря усовершенствованию проце дур фиксации и окрашивания тканевых препара тов, предназначенных для микроскопии и пред шествующих ей процедур, а также разработки тонких методик прижизненной визуализации ЭГ в системе микроциркуляции животных. Исполь зуемые методы показали, что ЭГ представляет со бой достаточно крупную и организованную моле кулярную структуру, покрывающую люминаль ную поверхность эндотелиальных клеток всей сердечнососудистой системы. Это организован ный комплекс мембраносвязанных молекул, в со став которого входят связанные с ПГ сульфатиро ванные ГАГ, гиалуронан, гликопротеины и белки плазмы в системе макро и микроциркуляции крови [102]. Молекулярный состав, структура и свойства компонентов ЭГ продолжают интенсив но исследоваться и уточняться в настоящее вре мя. Расположение на стратегическом участке вза имодействия циркулирующей крови с тканью подразумевает наличие у ЭГ ряда специфических функций, регулирующих процессы сосудистого метаболизма. Они будут рассмотрены во второй части обзора. БЛАГОДАРНОСТИ Авторы выражают искреннюю благодарность за поддержку настоящего исследования академи ку Е.И. Чазову, чл.корр. РАН В.Н. Смирнову, чл.корр. РАМН В.В. Кухарчуку и профессору С.А. Бойцову. Настоящая работа выполнена при частичной финансовой поддержке грантами РФФИ № 07 0412057офи, 120400015 и Министерством здравоохранения России. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 1. Pries A.R., Secomb T.W., Gaehtgens P. // Pflugers Arch. 2000. V. 440. P. 653–666. 2. Weinbaum S., Tarbell J.M., Damiano E.R. // Annu. Rev. Biomed. Eng. 2007. V. 9. P. 121–167. 3. Dvorak H.F. // Curr. Opin. Hematol. 2010. V. 17. P. 225–229. 4. Starling E.H. // J. Physiol. 1896. V. 19. P. 312–326. БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014 139 5. Weinbaum S. // Ann. Biomed. Eng. 1998. V. 26. P. 627–643. 6. Michel C.C. // Exp. Physiol. 1997. V. 82. P. 1–30. 7. Danielli J.F. // J. Physiol. 1940. V. 98. P. 109–129. 8. Chambers R., Zweifach B.W. // Physiol. Rev. 1947. V. 27. P. 436–463. 9. Luft J.H. // Fed. Proc. 1966. V. 25. P. 1773–1783. 10. Baldwin A.L., Winlove C.P. // J. Histochem. Cy tochem. 1984. V. 32. P. 259–266. 11. Clough G., Moffitt H. // Int. J. Microcirc. Clin. Exp. 1992. V. 11. P. 345–358. 12. Adamson R.H., Clough G. // J. Physiol. 1992. V. 445. P. 473–486. 13. Damiano E.R. // Microvasc. Res. 1998. V. 55. P. 77– 91. 14. Secomb T.W., Hsu R., Pries A.R. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2001. V. 281. P. H629–H636. 15. van den Berg B.M., Vink H., Spaan J.A. // Circ. Res. 2003. V. 92. P. 592–594. 16. Sims D.E., Horne M.M. // Eur. J. Morphol. 1993. V. 31. P. 251–255. 17. Hjalmarsson C., Johansson B.R., Haraldsson B. // Microvasc. Res. 2004. V. 67. P. 9–17. 18. Rostgaard J., Qvortrup K. // Microvasc. Res. 1997. V. 53. P. 1–13. 19. Rostgaard J., Qvortrup K. // Cells Tissues Organs. 2002. V. 170. P. 132–138. 20. Vink H., Duling B.R. // Circ. Res. 1996. V. 79. P. 581–589. 21. Constantinescu A.A., Vink H., Spaan J.A. // Arterio scler. Thromb. Vasc. Biol. 2003. V. 23. P. 1541– 1547. 22. Vink H., Constantinescu A.A., Spaan J.A. // Circula tion. 2000. V. 101. P. 1500–1502. 23. Smith M.L., Long D.S., Damiano E.R., Ley K. // Biophys. J. 2003. V. 85 P. 637–645. 24. Damiano E.R., Long D.S., Smith M.L. // J. Fluid Mech. 2004. V. 512. P. 1–19. 25. Florian J.A., Kosky J.R., Ainslie K., Pang Z., Dull R.O., Tarbell J.M. // Circ. Res. 2003. V. 93. P. e136–e142. 26. Mulivor A.W., Lipowsky H.H. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2004. V. 286. P. H1672–H1680. 27. Barker A.L., Konopatskaya O., Neal C.R., MacpherT son J.V., Whatmore J.L., Winlove C.P., Unwin P.R., Shore A.C. // Phys. Chem. Chem. Phys. 2004. V. 6. P. 1006–1011. 28. Megens R.T., Reitsma S., Schiffers P.H., Hilgers R.H., De Mey J.G., Slaaf D.W., oude Egbrink M.G., van Zandvoort M.A. // J. Vasc. Res. 2007. V. 44. P. 87–98. 29. Nieuwdorp M., Meuwese M.C., Mooij H.L., Ince C., Broekhuizen L.N., Kastelein J.J., Stroes E.S., Vink H. // J. Appl. Physiol. 2008. V. 104. P. 845–852. 30. den Uil C.A., Klijn E., Lagrand W.K., Brugts J.J., Ince C., Spronk P.E., Simoons M.L. // Prog. Cardiovasc. Dis. 2008. V. 51. P. 161–170. 140 МАКСИМЕНКО, ТУРАШЕВ 31. Raman R., Sasisekharan V., Sasisekharan R. // Chem. Biol. 2005. V. 12. P. 267–277. 32. Lawrenson J.G., Cassella J.P., Hayes A.J., Firth J.A., Allt G. // J. Anat. 2000. V. 196. P. 55–60. 33. Bernfield M., Götte M., Park P.W., Reizes O., Fitzgerald M.L., Lincecum J., Zako M. // Annu. Rev. Biochem. 1999. V. 68. P. 729–777. 34. Osterloh K., Ewert U., Pries A.R. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2002. V. 283. P. H398–H405. 35. McGee M.P., Liang J. // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 49275–49282. 36. Coombe D.R., Kett W.C. // Cell Mol. Life Sci. 2005. V. 62. P. 410–424. 37. Lipowsky H.H. // Microcirculation. 2005. V. 12. P. 5–15. 38. Obunike J.C., Pillarisetti S., Paka L., Kako Y., Butteri M.J., Ho Y.Y., Wagner W.D., Yamada N., Mazzone T., Deckelbaum R.J., Goldberg I.J. // Arte rioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2000. V. 20. P. 111– 118. 39. Reitsma S., Slaaf D.W., Vink H., van Zandvoort M.A., oude Egbrink M.G. // Pflugers Arch. 2007. V. 454. P. 345–359. 40. Zeng Y., Ebong E.E., Fu B.M., Tarbell J.M. // PLos ONE. 2012. V. 7. e43168. doi: 10.1371/jour nal.pone0043168 (www.polsone.org). 41. Landsverk S.A., Tsai A.G., Cabrales P., Intaglietta M. // Crit. Care Res. Pract, 2012. V. 2012. Article ID 842545. 8 pages. doi: 10.1155/2012/842545 42. Taylor K.R., Gallo R.L. // FASEB J. 2006. V. 20. P. 9–22. 43. Gandhi N.S., Mancera R.L. // Chem. Biol. Drug Des. 2008. V. 72. P. 455–482. 44. Jackson R.L., Busch S.J., Cardin A.D. // Physiol. Rev. 1991. V. 71. P. 481–539. 45. Oohira A., Wight T.N., Bornstein P. // J. Biol. Chem. 1983. V. 258. P. 2014–2021. 46. Sasisekharan R., Venkataraman G. // Curr. Opin. Chem. Biol. 2000. V. 4. P. 626–631. 47. Sugahara K., Kitagawa H. // IUBMB Life. 2002. V. 54. P. 163–175. 48. Silbert J.E., Sugumaran G. // IUBMB Life. 2002. V. 54. P. 177–186. 49. Solursh M., Hardingham T.E., Hascall V.C., Kimura J.H. // Develop. Biol. 1980. V.75. P. 121– 129. 50. Almond A., Sheehan J.K. // Glycobiology. 2000. V. 10. P. 329–338. 51. Seog J., Dean D., Rolauffs B., Wu T., Genzer J., Plaas A.H., Grodzinsky A.J., Ortiz C. // J. Biomech. 2005. V. 38. P. 1789–1797. 52. Максименко А.В., Щечилина Ю.В., Тищенко Е.Г. // Биохимия. 2003. Т. 68. С. 1055–1062. 53. Iozzo R.V., San Antonio J.D. // J. Clin. Invest. 2001. V. 108. P. 349–355. 54. Liu D., Shriver Z., Qi Y., Venkataraman G., Sasisekharan R. // Semin. Thromb. Hemost. 2002. V. 28. P. 67–78. 55. Timar J., Lapis K., Dudis J., Sebestyen A., Kopper L., Kovalszky I. // Semin. Cancer. 2002. V. 12. P. 173– 186. 56. Sanderson R.D. // Cell Dev. Biol. 2001. V. 12. P. 89– 98. 57. Liu J., Pedersen L.C. // Appl. Microbiol. Biotech nol. 2007. V. 74. P. 263–272. 58. Filmus J. // Glycobiology. 2001. V. 11. P. 19R–23R. 59. Casu B., Vlodavsky I., Sanderson R.D. // Patho physiol. Haemost. Thromb. 2008. V. 36. P. 195–203. 60. Kisilevsky R., Ancsin J.B., Szarek W.A., Petanceska S. // Amyloid. 2007. V. 14. P. 21–32. 61. Ley K., Laudanna C., Cybulsky M.I., Nourshargh S. // Nat. Rev. Immunol. 2007. V. 7. P. 678–689. 62. Rostand K.S., Esko J.D. // Infect. Immun. 1997. V. 65. P. 1–8. 63. Broekhuizen L.N., Mooij H.L., Kastelein J.J., Stroes E.S., Vink H., Nieuwdorp M. // Curr. Opin. Lipidol. 2009. V. 20. P. 57–62. 64. LopezTQuintero S.V., Amaya R., Pahakis M., TarT bell J.M. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2009. V. 296. P. H1451–H1456. 65. Esko J.F., Kimata K., Lindahl U. // Essentials of Glycobiology, 2nd edition. USA. NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2009. P. 784. 66. Rapraeger A., Jalkanen M., Endo E., Koda J., Bernfield M. // J. Biol. Chem. 1985. V. 260. P. 11046–11052. 67. Tkachenko E., Rhodes J.M., Simons M. // Circ. Res. 2005. V. 96. P. 488–500. 68. Rosenberg R.D., Shworak N.W., Liu J., Schwartz J.J., Zhang L. // J. Clin. Invest. 1997. V. 99. P. 2062– 2070. 69. Halden Y., Rek A., Atzenhofer W., Szilak L., Wabnig A., Kungl A.J. // Biochem. J. 2004. V. 377. P. 533–538. 70. Kokenyesi R., Bernfield M. // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. P. 12304–12309. 71. Fransson L.A., Belting M., Cheng F., Jonsson M., Mani K., Sandgren S. // Cell Mol., Life Sci. 2004. V. 61. P. 1016–1024. 72. Belting M. // Trends Biochem. Sci. 2003. V. 28. P. 145–151. 73. van Deurs B., Roepstorff K., Hommelgaard A.M., Sandvig K. // Trends Cell Biol. 2003. V. 13. P. 92– 100. 74. Jackson D.G. // Immunol. Rev. 2009. V. 230. P. 216–231. 75. Evanko S.P., Tammi M.I., Tammi R.H., Wight T.N. // Adv. Drug Deliv. Rev. 2007. V. 59. P. 1351–1365. 76. Segev A., Nili N., Strauss B.H. // Cardiovasc. Res. 2004. V. 63. P. 603–610. 77. Wight T.N. // Front. Biosci. 2008. V. 13. P. 4933– 4937. БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014 ЭНДОТЕЛИАЛЬНЫЙ ГЛИКОКАЛИКС СИСТЕМЫ КРОВООБРАЩЕНИЯ 78. Lawrenson J.G., Cassella J.P., Hayes A.J., Firth J.A., Allt G. // J. Anat. 2000. V. 196. P. 55–60. 79. Levi M., van der Poll T., Buller H.R. // Circulation. 2004. V. 109. P. 2698–2704. 80. Levi M., Keller T.T., van Gorp E., ten Cate H. // Car diovasc. Res. 2003. V. 60. P. 26–39. 81. Rüegg C., Mariotti A. // Cell Mol. Life Sci. 2003. V. 60. P. 1135–1157. 82. Galkina E., Ley K. // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2007. V. 27. P. 2292–2301. 83. Xiong J.P., Stehle T., Goodman S.L., Arnaout M.A. // J. Thromb. Haemost. 2003. V. 1. P. 1642–1654. 84. Kansas G.S., Saunders K.B., Ley K., Zakrzewicz A., Gibson R.M., Furie B.C., Furie B., Tedder T.F. // J. Cell Biol. 1994. V. 124. P. 609–618. 85. Zarbock A., Ley K. // Microcirculation. 2009. V. 16. P. 31–42. 86. Tanaka K.A., Key N.S., Levy J.H. // Anesth. Analg. 2009. V. 108. P. 1433–1446. 141 90. Squire J.M., Chew M., Nneji G., Neal C., Barry J., Michel C. // J. Struct. Biol. 2001. V. 136. P. 239– 255. 91. Weinbaum S., Zhang X., Han Y., Vink H., Cowin S.C. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. P. 7988– 7995. 92. Golovanov M.B., Bauer J. // Colloids Surf. B. Bio interfaces. 2005. V. 44. P. 167–171. 93. Голованов М.В. // Вестн. РОНЦ. 2006. Т. 17. С. 4–6. 94. Henry C.B., Duling B.R. // Am. J. Physiol. 1999. V. 277. P. H508–H514. 95. Van Teeffelen J.W., Brands J., Stroes E.S., Vink H. // Trends. Cardiovasc. Med. 2007. V. 17. P. 101–105. 96. Fries E., Kaczmarczyk A. // Acta Biochim. Pol. 2003. V. 50. P. 735–742. 97. Platts S.H., Duling B.R. // Circ. Res. 2004. V. 94. P. 77–82. 98. Vink H., Duling B.R. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2000. V. 278. P. H285–H289. 99. Itano N., Kimata K. // IUBMB Life. 2002. V. 54. P. 195–199. 87. Berndt M.C., Shen Y., Dopheide S.M., Gardiner E.E., Andrews R.K. // Thromb. Haemost. 2001. V. 86. P. 178–188. 100. Weigel P.H., DeAngelis P.L. // J. Biol. Chem. 2007. V. 282. P. 36777–36781. 88. Ruggeri Z.M. // J. Thromb. Haemost. 2003. V. 1. P. 1335–1342. 101. Jiang D., Liang J., Noble P.W. // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2007. V. 23. P. 435–461. 89. Wu G., Essex D.W., Meloni F.J., Takafuta T., Fujimura K., Konkle B.A., Shapiro S.S. // Blood. 1997. V. 90. P. 2660–2669. 102. Maksimenko A.V., Turashev A.D. // Biochem. Res. Intern. 2012. V. 2012. Article ID 859231. 10 p. doi: 10.1155/2012/859231/ Endothelial Glycocalyx of Blood Circulation. I. Finding, Components, Structure Organization A. V. Maksimenko# and A. D. Turashev # Phone: +7 (495) 414T60T25; eTmail: alexmak@cardio.ru Institute of Experimental Cardiology, Russian Cardiology ResearchTandTProduction Complex, Russian Ministry of Public Health, Moscow, 121552 Russia In normal state, a complex multicomponent system called glycocalyx is present on the surface of endothelial vascular system. The structure of the glycocalyx is determined by a group of proteoglycans, glycoproteins and glycosaminoglycans, originating from endothelial cells and blood flow. Due to its complexity and location on the border of the system of blood circulation, glycocalyx participates in a number of functions supporting the metabolism of the vascular wall. Complete or partial loss of this structure in pathological conditions leads to inconsistencies in the vascular wall and changes in its functions. The first part of this review considers the his tory of detection and determination of endothelial glycocalyx structure, utilized methods and approaches. The molecular composition of the glycocalyx, properties of its components and glycocalyx structure orga nization are described. The English version of the paper: Russian Journal of Bioorganic Chemistry, see also http://www.maik.ru Keywords: endothelium, glycocalyx, proteoglycans, glycoproteins, glycosaminoglycans, spatial structure, in vivo microscopy БИООРГАНИЧЕСКАЯ ХИМИЯ том 40 №2 2014
