Роль взаимодействия путей метаболизма фоРмальдегида и оксида азота в механизме
реклама
ОГЛяДИ УДК 517.121/7.: 615.9 Роль взаимодействия путей метаболизма фоРмальдегида и оксида азота в механизме их токсического действия. 3. основные участки обмена фоРмальдегида и оксида азота, опосРедующие их эффекты Н. П. ДМИТРЕНКО1, А. ХОЛИАН2 1 Институт экогигиены и токсикологии им. Л. И. Медведя, Киев, Украина; 2 Center for Environmental Health Sciences, The University of Montana, USA; e-mail: dmitr@medved.kiev.ua; mpdmitr@yandex.ru Приводятся данные об основных участках обмена, где перекрещиваются реакции, опосредующие регуляторное или токсическое действие формальдегида и оксида азота. К таким путям, в частности, относятся: зависимый от глутатиона формальдегиддегидрогеназный путь восстановления S-нитрозоглутатиона; семикарбазидчувствительная аминоксидазная (SSAO) и NO-синтазная системы; превращение тиопролина и металлотионеинов, включая реакции нитрозирования. Обсуждаются возможности синтеза в организме гексаметилентетрамина и его метаболизм в условиях гиперпродукции формальдегида и нитрозативного стресса. Рассматривается роль общих для формальдегида и оксида азота процессов метаболизма в механизме токсического действия этих соединений и развития патологических состояний. К л ю ч е в ы е с л о в а: оксид азота, формальдегид, глутатионзависимая формальдегиддегидрогеназа, S-нитрозоглутатионредуктаза, семикарбазидчувствительная аминоксидаза, тиопролин, гексаметилентетрамин, металлотионеины. В живых организмах метаболические процессы, преобразуясь в различных клетках, тканях и органах сообразно их структурно-функциональной специализации, сохраняют между собой неразрывную связь. Поэтому изменения, происходящие в одном метаболическом звене и локальном пространстве, теми или иными путями, которые зачастую тесно сопряжены между собой, распространяются на метаболизм всего организма. Изучение сопряжения между отдельными звеньями обмена особенно привлекательно не только для исследователей, изучающих механизмы жизнеобеспечения и функции организма, но и в практическом отношении, так как позволяет, в частности, прогнозировать характер фармакологического и токсического воздействия (суммация, синергизм, антагонизм) при совместном использовании химических соединений и разрабатывать эффективные способы и средства для профилактики и лечения заболеваний, в патогенезе которых они участвуют. Процессы метаболизма формальдегида (ФА) и оксида азота (NO) сопряжены между собой как опосредованно через прооксидантное действие, в результате участия в энергообеспе- 72 чении биосинтеза белков и важных интермедиатов, так и более тесными взаимосвязями, которые собственно и являются предметом рассмотрения настоящего обзора (рис. 1). Глутатионзависимая формальдегиддегидрогеназа и S-нитрозоглутатионредуктаза. Эти ферменты служат ключевыми узлами в пересечении путей обменов ФА и NO. Глутатионзависимая формальдегиддегидрогеназа (1.2.1.1) катализирует реакцию: формальдегид + GSH + NAD(+) = S-формилглутатион + NADH. Классификация этого фермента неточна, поскольку отражает фактически две реакции, первая из которых – образование S-(гидроксиметил)глутатиона из формальдегида и GSH – в организме эукариотов протекает спонтанно и только у некоторых бактерий катализируется S-(гидроксиметил)глутатионсинтазой (4.4.1.22). Последующий синтез S-формилглутатиона у всех организмов осуществляется с помощью собственно S-(гидроксиметил)глутатиондегидрогеназы или S-(гидроксиметил)глутатион: NAD+ оксидоредуктазы (1.1.1.284). Из S-формилглутатиона при участии S-формилглутатионгидролазы (3.1.2.12) отщепляется формиат (рис. 1). Последний с помощью формиатдегидрогеназы (1.2.1.2) превращается ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН Цитохром Р-450 Цитотоксическое действие атеросклероз, диабет и др. Рис. 1. Метаболические пути взаимодействия формальдегида и NO ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 73 ОГЛяДИ в СО2. Указанные ферментативные превращения формируют один из основных путей детоксикации формальдегида в организме [1]. В цитозоле и субклеточных компонентах клеток человека и животных присутствуют различные изоферменты альдегиддегидрогеназ, которые также могут устранять формальдегид через окисление его в формиат, используя в качестве кофермента NAD+ (1.2.1.3) или NADP+ (1.2.1.4). Но из-за низкого сродства этих ферментов к формальдегиду (в отличие от других алифатических альдегидов) их участие в образовании муравьиной кислоты не столь активно [2,3]. Есть данные о том, что оксид азота может инактивировать альдегиддегидрогеназу печени человека [4]. Лишь небольшая часть муравьиной кислоты, которая образуется в тканях организма, через включение в фолатный цикл поставляет метильную группу для биосинтетических процессов [5, 6]. Фермент S-(гидроксиметил)глутатиондегидрогеназа относится к классу III алкогольдегидрогеназ (ADH), которые кодируются по крайней мере семью генами, расположенными в кластере на хромосоме и, в свою очередь, входят в состав обширного суперсемейства среднецепочечных дегидрогеназ и редуктаз (MDR). Все алкогольдегидрогеназы локализуются в цитоплазме, имеют гомодимерную структуру с субъединицей примерно из 375 аминокислот с молекулярной массой ~40 кДa и двумя атомами цинка в составе активного центра. При участии NAD+/NADH они с различной эффективностью обратимо окисляют или восстанавливают спирты и альдегиды эндогенного и экзогенного происхождения и тем самым не только участвуют в превращении метаболитов с образованием физиологически активных интермедиатов, но и выполняют важную детоксикационную функцию в организме. Одна из них состоит в устранении этанола, образующегося микроорганизмами в кишечнике [7–11]. Классы и изоформы ADH значительно разнятся по кинетическим характеристикам, по влиянию на них ингибиторов, в частности 4-метилпиразола, по электрофоретическим спектрам, межвидовой, тканевой и субстратной специфичности. Набор субстратов для алкогольдегидрогеназ довольно широк и включает в себя, помимо чужеродных спиртов и альдегидов, различные метаболиты: стероиды, ретиноиды, биогенные амины, продукты пероксидации липидов, ω-гидроксижирные и желчные кислоты. Среди отдельных форм ADH имеются значительные различия в сродстве к субстратам, но в ряде случаев отмечается строгая специфичность. Например ADH4 74 имеет наибольшую ретинолдегидрогеназную активность и очевидно поэтому играет ведущую роль в окислении ретинола в ретиноловую кислоту, через взаимодействие которой с соответствующими рецепторами реализуются различные проявления действия витамина А [12–15]. Считают [16], что развитие авитаминоза А при алкоголизме и эмбриотоксичность этанола связаны с его способностью конкурировать с ретинолом за ADH4. Активность такой изоформы максимально высока в желудке. Сродство к этанолу и активность в печени наибольшие у изоферментов ADH1 и ADH2. Изоформа ADH3 (класс III, наименование гена – ADH3, по старой номенклатуре – ADH5) отличается от остальных алкогольдегидрогеназ тем, что филогенетически является наиболее консервативной формой в семействе алкогольдегидрогеназ (она обнаруживается у про- и эукариотов), нечувствительна к ингибированию 4-метилпиразолом и малоактивна по отношению к этанолу, метанолу, бутанолу, ацетальдегиду, бутаналу и другим короткоцепочечным соединениям. Как указывалось выше, с помощью ADH3 свободный формальдегид эндогенного и экзогенного происхождения улавливается глутатионом с образованием аддукта в виде S-формилGSH. Этот путь устранения формальдегида в организме представляется наиболее эффективным [9–11,17,18]. При отсутствии глутатиона ADH3 в отношении формальдегида оказывается малоактивной [19]. В течение последнего десятилетия было установлено, что ADH3 или глутатионзависимая формальдегиддегидрогеназа у растений, дрожжей и млекопитающих является мультифункциональным ферментом и наряду с S-(гидроксиметил)глутатион:NAD+-оксидоредуктазной активностью может с еще на порядок большей эффективностью катализировать восстановление S-нитрозоглутатиона (GSNO) при участии NADН. Основным стабильным продуктом GSNO-редуктазной реакции является глутатионсульфинамид. В значительно меньших количествах выявлено образование GSSG, NH3, GSH, гидроксиламина, нитрита и нитрата. Присутствие в среде инкубации GSNO-редуктазы (ADH3) помимо S-нитрозоглутатиона также и GSH значительно увеличивает продукцию GSSG и гидроксиламина [18, 20–22]. Эта GSNO-редуктазная функция фермента представляется очень важной, поскольку участвует в регуляции фонда GSН и GSNO в клетке и ее восстановительного потенциала (рис. 1). Предполагается, что GSNO выполняет главную роль в модуляции действия NO, обесISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН печивая его хранение и транспортировку из мест синтеза к сенсорным мишеням. Роль других низкомолекулярных S-нитрозосоединений (S-нитрозоцистеина и S-нитрозогомоцистеина) в этом отношении не так существенна в силу значительно меньшей их стабильности, а также небольших, по сравнению с восстановленным глутатионом, внутриклеточных концентраций. Разнообразная биологическая активность GSNO во многом связана с тем, что он посредством реакции S-транснитрозирования может модифицировать структуру и, следовательно, функцию различных белков. Именно благодаря высокой активности S-транснитрозирующих реакций S-нитрозоглутатионредуктаза (GSNOR) способна одновременно контролировать клеточные уровни GSNO и S-нитрозопротеинов [23, 24]. В организме имеются различные возможности для устранения GSNO: ферментативные (с участием глутатионпероксидазы, ксантиноксидазы и γ-глутамилтранспептидазы) и неферментативные, катализируемые ионами Cu+, кислорода и супероксида в присутствии свободных тиолов, железа и аскорбиновой кислоты. Указанные каталитические механизмы приводят к денитрозированию низкомолекулярных S-нитрозосоединений (нмRSNO) и высвобождению NO. В опытах, проведенных на лизатах Escherichia сoli, показано, что скорость денитрозирования GSNO, определяемая по накоплению нитритов и нитратов, значительно меньшая, чем скорость GSNO-редуктазной реакции. Ее основными продуктами являются глутатионсульфинамид, GSSG и NH3. Превалирующим продуктом GSNOR млекопитающих является глутатионсульфинамид, а фермента E. сoli – GSSG и NH3. В зависимости от условий протекания реакции могут изменяться количественные соотношения между этими соединениями и появляться другие продукты: гидроксиламин, ионы нитрита и нитрата, N2O. Интересно, что включение в реакционную смесь GSН многократно увеличивает образование гидроксиламина и GSSG [20, 25]. В силу локализации GSNOR в цитоплазматической и ядерной фракциях [26] накопление GSNO не удается обнаружить в клетках, а только во внеклеточных жидкостях организма, где этот фермент отсутствует [22, 27, 28]. Способность GSNOR регулировать содержание GSNO и других S-нитрозотиолов в организме убедительно продемонстрирована на дрожжах и мышах, генетически лишенных этого фермента. В их мутантных клетках наблюдалось увеличение содержания как GSNO, ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 так и S-нитрозированных белков. При этом способность дефицитных по GSNOR клеток противостоять цитотоксическому действию нитрозативного стресса оказалась значительно ослабленной. Развитие нитрозативного стресса является основной причиной гибели GSNOR-/--мышей. Гипотензия и ослабление иммунных реакций у них особенно заметны при нитрозативном стрессе, вызванном эндотоксином или бактериями [26–28]. В условиях нитрозативного стресса можно ожидать усиление цитотоксического действия формальдегида из-за снижения внутриклеточной концентрации GSН в результате нитратредуктазной реакции, осуществляемой ADH3. Действительно, токсичность формальдегида по отношению к фибробластам и эпителиальным клеткам усиливается с уменьшением концентрации восстановленных тиолов [29]. К тому же в этих условиях GSН эффективно не используется ферментом для улавливания формальдегида. В бронхолегочной ткани мышей в индуцированном аллергеном астматическом состоянии отмечается существенное возрастание активности GSNOR, что препятствует накоплению GSNO, являющегося мощным эндогенным бронходилататором. У дефицитных по GSNOR мышей эта экспериментальная модель бронхиальной астмы воспроизводится с большим трудом, чему очевидно препятствует увеличение концентрации GSNO в бронхах [30]. Исследования, проведенные на головоногих моллюсках (Branchiostoma floridae) показали, что экспрессии ADH3 и NO-синтаз в различных тканях и на отдельных стадиях онтогенеза имеют сходную направленность, указывающую на важную для гомеостаза NO роль сопряженности действия этих ферментов [31]. Таким образом, подытоживая изложенное в этом разделе, можно отметить, что в живых организмах имеется филогенетически древний фермент ADH3, который благодаря своей широкой субстратной специфичности и мультифункциональности играет уникальную роль в обеспечении взаимосвязи между обменом веществ и поддержанием гомеостаза формальдегида, NO, окисленной и восстановленной форм глутатиона, а также ряда других физиологически активных интермедиатов. Через ADH3 многие ксенобиотики могут комплексно влиять на обмен этих метаболитов и реализовать фармакологическое и(или) токсическое действие. Метиларгинины. Влияние формальдегида на обмен оксида азота вкратце можно представить следующим образом. Формальдегид свя75 ОГЛяДИ зывается с тетрагидрофолатом и затем в виде метильной группы участвует в синтезе метионина. После ферментативного включения метионина в состав S-аденозил-L-метионина (SAM) его метильная группа с помощью соответствующих N-метилтрансфераз переносится на гуанидиновый азот аргининовых остатков белков. Протеолиз последних приводит к высвобождению N-метиларгининов, являющихся сильными ингибиторами NO-синтаз (NOS) (рис. 2). Следует отметить, что реакции, ка- тализирующие N-метилирование свободного аргинина в организме, не выявлены. Реакция N-метилирования аргининовых остатков белков постоянно происходит в клетках организма как во время трансляции, так и после нее. Показано, что эта ковалентная модификация причастна к регуляции различных клеточных процессов, затрагивающих локализацию и перемещение в клетке белков; сигнальную трансдукцию; различные стадии генной экспрессии, включая активацию и ре- Рис. 2. Участие метиларгининов в метаболизме формальдегида и NO: PRMTs –N-метилтрансферазы аргининовых остатков белков, DDAH- диметиларгинин диметиламиногидролаза, NOS – NO-синтаза, МА – метиламин, NDMA – N-нитрозодиметиламин 76 ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН прессию транскрипции, транспорт и сплайсинг RNA; а также процессов, влияющих на структуру хроматина и репарацию ДНК. У млекопитающих выявлено семь N-метилтрансфераз протеинового аргинина (Protein Arginine Methyltransferases, или PRMTs) [32– 38]. Все они делятся на три типа и катализируют образование ω-NG-монометиларгининовых остатков. Но представители типа I, к которому относятся PRMTs 1, 3, 4 и 6, образуют еще и ω-NG, NG-асимметричные диметиларгининовые остатки, а представители типа II, свойственные PRMT 5, образуют ω-NG, NG′-симметричные диметиларгининовые остатки. Особенности PRMT 7, выделяющей ее в тип III, является то, что она не катализирует образование на белках диметиларгининовых остатков и содержит два метилтрансферазных домена в одной полипептидной цепи. У PRMT 2 млекопитающих, которая по первичной структуре идентифицирована как метилтрансферазная, имеется способность связывать SAM, но активность в отношении исследованных, типичных для других метилтрансфераз белков, не обнаружена. В клетках человека и в дрожжах около 80% всей метилтрансферазной активности приходится на PRMT 1. Типичными мишенями для метилирования у этой формы фермента являются богатые глицином и аргинином (GAR) места в преимущественно ядерных белках (гистоновых и негистоновых). Это, например, белок, регулирующий митоз, Sam68, гетерогенные ядерные нуклеопротеиды К и U, усиливающий связывание интерлейкина фактор (ILF3), гистон Н4, нуклеолин и фибрилларин, ядерные нуклеопротеиды hnRNP А1, А2, К, ряд белков, участвующих в транскрипции и процессинге rRNA, апоптозе, сигнальной трансдукции и др. Образование симметричных диметиламинов катализируется PRMT 5 – N-метилтрансферазой типа II. Субстратами для нее служат основные белки миелина; сплайсосомные белки Sm B, B′, D1 и D3; белки, имеющие прямое отношение к функции Cl-каналов (pICIn) и интерферонсигнальным путям [32–40]. В физиологических условиях имеющаяся возможность деметилирования N-метиларгининов в составе белков [41] не реализуется и они в неизменном виде высвобождаются при протеолизе [33]. Все три высвободившиеся из белков метилированные производные аргинина: 1 – Nω-нитро-L-аргинин метиловый эфир или ω-NG-монометиларгинин (L-NMMA); 2 – Nω-Nω-диметил-L-аргинин или ω-NG, NG-асимметричный диметиларгинин (ADMA) и ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 3 – Nω-Nω′-диметил-L-аргинин или ω-NG, NG′симметричный диметиларгинин (SDMA) обнаруживаются в плазме крови, клетках и моче. Они относительно стабильны и могут участвовать в межклеточной коммуникации. У здоровых индивидумов концентрации АDМА и SDMA в плазме крови соразмерны и составляют менее 1 мкМ, а концентрация L-NMMA почти на порядок ниже. В клетках некоторых тканей концентрация АDМА в несколько раз превышает ту, что наблюдается в плазме крови, а L-NMMA имеет близкую к ней концентрацию [42–45]. Наличие такого градиента концентраций обеспечивается независящей от Na+ транспортной системой Y+, общей для всех N-метиларгининов и аргинина. В отдельных клеточных компартментах концентрации ADMA и L-NMMA могут достигать величин, близких к миллимолярным [44, 46]. Соотношения концентраций трех свободных метиларгининов, имеющиеся в клетках и плазме крови, отнюдь не отражают соотношений между количествами их остатков, входящих в состав белковой фракции, и определяются особенностями метаболизма. Обратно в белки свободные метиларгинины не включаются. Лишь небольшая часть L-NMMA и ADMA (около 10%) экскретируется с мочой, а основное их количество подвергается ферментативному расщеплению с помощью диметиларгинин-диметиламиногидролазы (DDAH; 3.5.3.18) до цитрулина и соответственно метили диметиламина [47, 48]. Большая часть диметиламина экскретируется с мочой, а около 5 и 11% соответственно в организме людей и крыс деметилируются с образованием формальдегида и метиламина [49]. В результате деметилирования последнего семикарбазидчувствительной аминоксидазой (SSAO) также образуется формальдегид. Диметиламин может эндогенно нитрозироваться с образованием канцерогенного N-нитрозодиметиламина (NDMA). Показано, что этот процесс значительно усиливается в организме при нитрозативном стрессе [50, 51]. Метиламин, как и диметиламин, может служить предшественником NDMA. Интересно, что эндогенный синтез NDMA из метиламина и нитрита натрия в несколько раз ускоряется в присутствии формальдегида [52]. Биотрансформация NDMA осуществляется с участием цитохрома Р-450 (CYP2E1) через образование радикального интермедиата (CH3(CH2)N–N=O), дальнейшее превращение которого осуществляется двумя путями: α-гидроксилированием и де77 ОГЛяДИ нитрозированием. Оба они приводят к образованию свободного формальдегида. К тому же в процессе α-гидроксилирования синтезируется ион метилдиазония (CH3N+N), который легко алкилирует DNA, RNA и белки, что во многом определяет мутагенные и канцерогенные свойства NDMA. В результате денитрозирования помимо свободного формальдегида образуется метиламин, который, как уже упоминалось, также служит эндогенным источником формальдегида [53]. Таким образом в организме L-NMMA и ADMA при участии DDAH формируются сложный одноуглеродный цикл обмена (рис. 2), функционирование которого обеспечивает и регулирует метилирование аргининовых остатков в белках, а также уровни свободных N-метиларгининов и формальдегида. Диметиларгинин-диметиламиногидролаза существует в двух изоформах, из которых DDAH 1 более активна в тех тканях, где преобладает нейрональная NOS, а DDAH 2 – в тканях с преимущественно эндотелиальной NOS. Оба изофермента имеют более высокое сродство к ADMA, чем к L-NMMA [42, 47]. Активности DDAH в почках и особенно печени принадлежит главенствующая роль в катаболизме указанных метиларгининов и регуляции их концентрации в плазме крови. Высокая ферментативная активность определяется также в поджелудочной железе и эндотелиальных клетках [54, 55]. Наличие в активном центре DDAH реактивной SH-группы (Cys-249) делает ее уязвимой мишенью для оксидативного стресса, вызванного различными факторами, включая воспаление, а также создает возможность для прямого ингибирования ферментативной активности оксидом азота через S-нитрозирование и накопление метиларгининов. Поэтому при нитрозативном стрессе, вызываемом экспрессией iNOS, может происходить увеличение концентрации ADMA и L-NMMA, приводящее по принципу обратной связи к снижению синтеза NO. В силу внутриклеточной компартментализации экспрессия iNOS зачастую приводит к усилению активности конститутивных изоформ NOS [56]. Влияние оксидативного стресса на активность DDAH может также осуществляться через регуляцию внутриклеточного содержания Zn 2+, который, связываясь с этим ферментом, переводит его в неактивное состояние [57]. Наконец, гомоцистеин также может угнетать DDAH, взаимодействуя с SH-группой Cys-249, что рассматривается как вероятная причина развития атеросклероза и тромбофлебитов при гипергомоцистеинемии 78 [57, 58]. С другой стороны, продукты реакции DDAH (АDМА и L-NMMA) при определенных условиях могут усиливать образование супероксида NO-синтазами [59]. Таким образом, состояния оксидативного и нитрозативного стрессов, которые сопутствуют патологическим процессам, сопровождаемым воспалением, высокими уровнями холестерола, глюкозы или гомоцистеина и др., могут саморегулироваться через ингибирование DDAH, влекущее за собой изменения в синтезе NO и О2-. За последние годы накоплены убедительные доказательства того, что N-метиларгинины in vivo участвуют в регуляции активности NO-синтаз и NO-зависимых патофизиологических процессов. В этом отношении наибольший интерес исследователей вызывает АDМА. Его уровень в плазме крови и моче во много раз выше, чем у L-NMMA, при том, что АDМА и L-NMMA являются близкими по силе конкурентными ингибиторами NO-синтаз. SDMA, в отличие от указанных N-метиларгининов, непосредственно не ингибирует NO-синтазную активность. Он также не подвержен ферментативному расщеплению с участием DDAH и у людей полностью экскретируется с мочой. Поэтому соотношение содержания SDMA в сыворотке крови и моче, подобно креатининовому тесту, может отражать скорость клубеньковой фильтрации в почках и служить биомаркером их функции при различных патофизиологических состояниях. Возможно, что этот показатель мало зависит от мышечной массы, интенсивности белкового обмена, от возраста и пола индивидума и, следовательно, более объективно, чем креатининовый, отражает функцию почек. Он показал свою перспективность для раннего прогнозирования тяжести развития сердечно-сосудистых заболеваний [60]. Хотя SDMA и не влияет прямо на диметиларгинин-диметиламиногидролазную активность, он, как и другие N-метиларгинины, может оказывать опосредованное действие на синтез NO в организме, конкурируя с L-аргинином за клеточный транспорт и ограничивая его доступность к NOS. Доступ экстраклеточного аргинина к NOS облегчается тем, что она в клетке тесно примыкает к аргининовому транспортеру Y+. Введение аргинина приводит к возрастанию синтеза NO в организме. Этот феномен известен как “аргининовый парадокс”, поскольку не представляется возможным при высоких концентрациях аргинина (50–200 мкмоль/л в плазме крови и 1–2 мМ в клетках), насыщающих NO-синтазы [61]. Но в условиях in vivo в связи с конкуренциISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН ей на уровне транспортера Y+ и/или NO-синтаз свободных N-метиларгининов SDMA, ADMA и L-NMMA с аргинином проявляется его влияние на синтез NO [60]. В многочисленных исследованиях на моделях экспериментальных животных и у людей показано, что гиперпродукция АDМА является сердечнососудистым фактором риска, способным вызвать эндотелиальную дисфункцию, повысить вероятность возникновения атеросклероза, гипертонии и гипергомоцистеинемии. Повышение в крови уровня АDМА сопутствует патологии коронарных артерий, эндоартерииту, тромботической микроангиопатии, хронической почечной, печеночной и сердечно-сосудистой недостаточности, эрективной дисфункции, атеросклерозу и способствующим его развитию факторам (гиперхолестеремии, гипертонии, ожирению, сахарному диабету, гипергомоцистеинемии), шизофрении, множественному склерозу и др. Увеличение протеолиза при таких заболеваниях как эндотоксемии, алиментарная и мышечные дистрофии, гипертиреоз, лихорадочные состояния различной этиологии и т.д., также приводит к возрастанию уровня АDМА в крови. Поэтому содержание АDМА в крови рассматривается как весьма убедительный диагностический и прогностический биомаркер многих патологических состояний, связанных с нарушением метаболизма NO. Количество АDМА в моче является менее демонстративным показателем из-за высокой активности катаболизма этого соединения. Вмешиваясь в обмен NO и O2-, АDМА играет существенную роль в патогенезе многих заболеваний. В этой связи предпринимаются попытки фармакотерапии, направленной на нормализацию уровня АDМА в организме, например путем использования препаратов, усиливающих экспрессию и активность DDAH, или введение аргинина. Более подробную информацию, посвященную этой проблеме, можно почерпнуть из недавних обзоров [46,55,62–65]. Не только формальдегид способен повлиять на синтез NO через модификацию белков. Существует и обратная возможность: оксид азота, точнее образующийся из него в организме пероксинитрит, повышает синтез свободного формальдегида через модификацию белков путем окисления их метиониновых остатков в метионинсульфоксид. После высвобождения из белков в результате протеолиза метионинсульфоксид в условиях гиперпродукции NO и ROS подвергается дальнейшему окислению с образованием формальдегида [66, 67]. В заключение представляется уместным упомянуть о возможном участии креатина ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 в обмене формальдегида и NO. На биосинтез креатина в организме обычно расходуется больше метильных групп S-аденозилметионина (SAM), чем на все другие процессы метилирования [68, 69]. Поэтому при состояниях, связанных со снижением биосинтеза креатина (например при мышечных дистрофиях или длительном потреблении в виде биодобавок к пище высоких доз креатина, что практикуется спортсменами) SAM расходуется на остальные процессы метилирования, которые при этом активируются, что может вызвать нежелательные побочные эффекты. В частности, накопление полиаминов в цитотоксических количествах, связанное с индукцией S-аденозилметионин-декарбоксилазной активности [70], и усиление метилирования аргининовых остатков в гистонах, приводящее к накоплению в клетках в результате протеолиза свободных N-метиларгининов. Последнее, как обсуждалось выше, может привести к патологическим состояниям, обусловленным снижением синтеза NO [62], а также к усилению их ферментативного расщепления с образованием метиламина и диметиламина, служащих эндогенными источниками формальдегида. Действительно, потребление креатиновой биодобавки вызывает значительное увеличение экскретируемого с мочой метиламина и формальдегида [71]. С другой стороны, чрезмерное повышение синтеза креатина (например при усиленной физической и умственной нагрузке) может вызвать нехватку SAM для несвязанных с синтезом креатина процессов метилирования и их замедлением, что также приводит к развитию патологических состояний. семикарбазидчувствительная аминоксидаза (ssao) и no-синтаза Взаимосвязь между обменами ФА и NO в организме происходит уже на уровне их ферментативного синтеза, осуществляемого соответственно чувствительной к семикарбазиду (ингибирующее действие) аминоксидазой SSAO (1.4.3.6) и NO-синтазами. Этому способствует сходство в клеточной локализации таких ферментов. Они определяются в цитоплазме и входят в состав плазматической мембраны, где, не исключено, тесно соседствуют друг с другом и являются эктоферментами. Так, существует представление, что различные изоформы NO-синтазы локализуются преимущественно в плазматической мембране, в частности в особых по липидно-белковому составу и структуре участках, называемых кавеолами, где они тесно связаны с белками (той 79 ОГЛяДИ или иной изоформой кавеолина, NOSTRIN и др.), которые участвуют в регуляции активности и внутриклеточной транслокации NO-синтазы, а также с системой Y+-носителей CAT-1 и CAT-2B (в макрофагах), ответственной за транспорт L-аргинина в клетки [72–76]. Если придерживаться той точки зрения, что NO-синтазы плазматической мембраны используют в качестве субстрата исключительно внутриклеточный L-аргинин, концентрации которого являются для них насыщающими, то имеющиеся доказательства зависимости синтеза NO от концентрации внеклеточного L-аргинина представляются парадоксальными (так называемый “аргининовый парадокс”) и требуют специальных объяснений. Одно из них состоит в том, что внеклеточный L-аргинин транспортируется в клетку из кавеол, имеющих отличный от цитозольного компартмент L-аргинина, и локально усиливает NO-синтазную активность [72,77]. Влияние на синтез NO в организме внеклеточного аргинина может объясняться и тем, что он конкурирует со свободными N-метиларгининами на уровне NOS и аргининового транспортера Y+, тесно примыкающих друг к другу [60]. Но более вероятной причиной наблюдаемого парадокса, на наш взгляд, может быть то, что какая-то часть молекул NO-синтазы располагается в плазматической мембране обращенным наружу клетки активным центром как экзофермент. SSAO, как и NO-синтазы, обнаруживается в кавелах клеточной мембраны. Этот фермент представляет собой гомодимерный трансмембранный гликопротеин, который имеет большой экстраклеточный домен, содержащий каталитический центр. В состав последнего входит Cu2+, а кофактором фермента служит 6-гидроксидопахинон (6-hydroxy-dopa-quinone) [78,79]. SSAO катализирует превращение первичных аминов в соответствующие альдегиды, пероксид водорода и аммиак. Мембранная и цитозольная формы SSAO относятся к полифункциональным ферментам и идентифицируются также, как сосудистый адгезивный белок-1 (VAP-1) [80]. Так, локализуясь на мембране эндотелиальных клеток, SSAO (VAP-1) участвует в адгезии лейкоцитов к сосудистой стенке и в периваскулярном привлечении к очагам воспаления этих и других соответствующих клеток, участвует в связывании некоторых лекарств, а также, возможно, участвует в транспорте липидов в адипоцитах [81–83]. Некоторые ксенобиотики в процессе SSAO-реакции образуют более токсичные продукты, в частности акролеин из аллиламина, который в 80 хроническом эксперименте приводит к развитию атеросклероза и очагов некроза в миокарде. Это касается и эндогенных субстратов. Так, аминоацетон (продукт превращения треонина и глицина) дезаминируется в метилглиоксаль, участвующий в гликанировании белков при диабете. Наиболее предпочтительным и важным в своей физиологической и патогенетической роли эндогенным субстратом для SSAO является метиламин. Он может образовываться в результате катаболизма креатина, адреналина и фосфатидилхолина (бетаин, диметилглицин, метилглицин). Его содержание в моче увеличивается при беременности, родах и физических нагрузках, а также тиреотоксикозе, диабете, почечной и печеночной недостаточности. Экзогенными источниками метиламина могут быть пища и вино, дым сигарет и карбаматные пестициды [84–88]. Последние, в свою очередь, ингибируют ATP-зависимое поглощение метиламина в синаптические везикулы мозга [89]. В некоторых сортах красных вин содержание метиламина может достигать 5 мг в 1 литре. Потребление этого количества вина может повысить концентрацию метиламина в плазме крови от 1–5 до 30 ммоль/л. Эта концентрация выше, чем при уремии, и может вызвать значительное расширение сосудов и снижение кровяного давления. Сосудорасширяющее действие метиламина обусловлено продуктами его превращения в SSAO-реакции и не зависит от образования простагландинов и оксида азота [88,90]. Метиламин и сам по себе является физиологически активным соединением. Он, как и ионы аммония, может влиять на экзоцитоз возбудимых клеток, в частности высвобождение нейронами нейромедиаторов путем защелачивания [91], а также через регуляцию функции потенциалзависимых калиевых каналов [92]. Но блокирующее действие ионов аммония на калиевые каналы не избирательное, а действие метиламина направлено на экспрессию их Kv1.6-субтипа и сочетается с угнетением аппетита у мышей и крыс [93]. Причем этот эффект сохраняется у генетически предрасположенных к ожирению и диабету животных, а при введении им аминогуанидина (ингибитора SSAO) усиливается, что указывает на возможность соответствующего фармакологического использования этого препарата [94, 95]. На крысах показано, что метиламин только при больших дозах вызывает гипофагию, а при малых аппетит усиливается, что сопровождается усилением синтеза NO в области гипоталамуса [96]. Подобный метиламину механизм гипоISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН фагического действия демонстрирует и диметиламин [95]. Здесь следует подчеркнуть, что в организме метиламин и диметиламин могут усиливать синтез NO, а их предшественники L-NMMA и ADMA являются ингибиторами NO-синтаз. Такая разнонаправленная регуляция образования NO тесно связана с интенсивностью обмена формальдегида, определяющего уровень упомянутых метиларгининов и продуктов их расщепления с помощью диметиларгинин-диметиламиногидролазы. Близкое соседство в мембранах NO-синтазы и SSAO создает условие для влияния NO на активность последней через реакции S- и N-нитрозирования, нитрования, окисления и дезаминирования. А наличие Cu2+ в активном центре SSAO указывает на возможность прямого действия NO на этот фермент. Пероксид водорода, который образуется в результате окислительного дезаминирования метиламина и некоторых других аминов, преобразуясь в организме в свободно радикальные соединения, в частности •ОН, способствует образованию из NO еще более реактивного в отношении белков соединения – пероксинитрита [24]. Несмотря на такие очевидные возможности оксида азота модифицировать активность SSAO, нам не удалось найти в литературе соответствующие экспериментальные исследования. Вместе с тем накапливается все больше данных о зависимости обмена NO от состояния системы SSAO. Увеличение активности SSAO отмечается в крови больных с различными сосудистыми расстройствами (диабет, ожирение, атеросклероз, болезнь Альцгеймера, церебральные инфаркты, коронарная недостаточность и др.) [81, 97], важную роль в патогенезе которых играет также эндотелиальная NO-синтаза. Она, как белок, является мишенью воздействия формальдегида и метилглиоксаля. Токсические свойства формальдегида в значительной мере определяются его способностью образовывать аддукты с лизиновыми остатками пептидов и белков. Увеличение аддуктов происходит при инкубации с метиламином ткани менингеальной мозговой оболочки человека, имеющей высокую активность SSAO, и устраняется в присутствии ингибиторов этого фермента [98]. Образующийся в процессе SSAO-реакции Н2О2 ингибирует экспрессию индуцибельной NOS в макрофагах [99], стимулирует транспорт глюкозы и угнетает липолиз в адипоцитах человека [100, 101]. Наконец, нельзя исключить повреждающее действие на NO-синтазу и другие белки еще одного продукта SSAOISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 реакции аммиака путем изменения рН среды. Конечные продукты такой реакции способны вызвать апоптоз через активацию каспазы-3, расщепление PARP и высвобождение цитохрома С в эндотелиальных и гладкомышечных клетках сосудов, что приводит к нарушению их структуры и функции, в том числе синтеза NO [102]. Высвобождение в результате SSAOреакции сразу трех реактогенных соединений (формальдегида, пероксида водорода и аммиака) представляет реальную угрозу для функционирования и жизнеспособности клеток. Поэтому, очевидно, должны быть специальные механизмы, нейтрализующие цитотоксическое действие этих соединений. Гексаметилентетрамин. Нами постулируется, что одним из таких механизмов может быть образование гексаметилентетрамина (ГМТ), известного также как уротропин, метенамин, цистамин, полученного российским химиком Бутлеровым в 1861 г. при взаимодействии аммиака и формальдегида и используемого в медицине с 1884 года в качестве антисептика. N H2 C CH2 CH2 N CH2 CH2 N N CH2 Структурная формула гексаметилентетрамина Синтез ГМТ протекает самопроизвольно и ускоряется в щелочной среде или в присутствии белков [103]. В клетках и тканях организма он, очевидно, может осуществляться в местах функционирования SSAO, а также в местах, где одновременно накапливаются в свободном виде аммиак с формальдегидом и создается щелочное рН. Однако нельзя исключить возможность синтеза ГМТ и ферментативным путем. ГМТ малотоксичен [103] и поэтому при наличии эндогенного синтеза ГМТ во много раз более токсическое действие аммиака и формальдегида должно нейтрализоваться. В кислой среде ГМТ непрерывно гидролизуется со скоростью, обратной величине pH, в результате чего вновь образуются аммиак и формальдегид [104]. При физиологических и патологических процессах сниже81 ОГЛяДИ ние рН в клетках и субклеточных структурах вполне возможно. Таким образом, система образования и деградации ГМТ при ее наличии в организме может выполнять буферную роль, регулирующую содержание аммиака и формальдегида и препятствующую их накоплению в токсических концентрациях. ГМТ содержит четыре нуклеофильных атома азота, которые могут взаимодействовать с электрофильными ксенобиотиками и выполнять в отношении их токсичных представителей защитную функцию. Так, ГМТ в опытах in vitro эффективно предохраняет различные типы клеток от токсического воздействия иприта и фосгена [105]. Способность ГМТ гидролизоваться в кислой среде с высвобождением цитотоксического формальдегида позволяет использовать его в качестве пролекарства не только с антисептическим, но и противоопухолевым действием. Избирательность противоопухолевой терапии ГМТ может быть реализована потому, что вне опухолевых клеток из-за выраженности у них анаэробного гликолиза происходит накопление лактата и снижается рН. Чтобы еще больше уменьшить рН среды вокруг трансформированных клеток и тем самым ускорить высвобождение формальдегида из ГМТ, последний назначают больным вместе с препаратами или с воздействием физических факторов, которые способствуют закислению микроокружения клеток в опухолях. Например, дают глюкозу или м-иодобензилгуанидин, ускоряющие гликолиз, либо прибегают к локальной гипертермии, вызываемой микроволновым облучением ткани [106]. Использование ГМТ при терапии злокачественных опухолей c помощью экстремальной гипертермии всего организма (WBH) не только усиливает эффективность его противоопухолевого действия, но и значительно снижает негативные последствия влияния гипертермии на организм [107]. Так как ГМТ легко образует N-нитрозосоединения [108], то нельзя исключить возможность нитрозирования ГМТ в организме, особенно в условиях нитрозотивного стресса. Это может представлять опасность в силу мутагенных свойств N-нитрозопроизводных ГМТ [109, 110]. Тиопролин (L-4-тиазолидинкарбоксильная кислота). Эта циклическая аминокислота, содержащая в своем кольце серу, также принимает участие в осуществлении связи между путями обмена формальдегида и NO. Ее синтез происходит в процессе митохондриального окисления из формальдегида и цистеина [111]. 82 H H2C — C-COOH S NH CH2 Структурная формула тиопролина Из L-тиопролина в митохондриях в результате окисления пролиноксидазой и соответствующей дегидрогеназной реакции последовательно образуется L-тиазолин-(4)карбоновая кислота и N-формилцистеин, который уже в цитозоле подвергается ферментативному гидролизу с образованием формиата и L-цистеина [112, 113]. Как источник цистеина легко проникающий в клетки L-тиопролин является предшествеником синтеза глутатиона, увеличивает его внутриклеточное содержание и тем самым оказывает антиоксидантное действие. Так как по сравнению с цистеином стабильность L-тиопролина в водных растворах значительно выше, то его использование в качестве фармпрепарата, диетической добавки к пище или при парентеральном питании является предпочтительным. Экспериментально установлено, что введение в организм тиопролина приводит к улавливанию свободных радикалов, а также препятствует их повреждающему действию на клеточные мембраны и ДНК митохондрий [114] и развитию диабетической кардиомиопатии, на что указывает снижение интенсивности пероксидации липидов и уровня коллагена в сердце у диабетических db/db мышей, получавших тиопролин [115]; стимулирует функцию лимфоцитов, лейкоцитов и макрофагов, особенно при иммунодепрессивных состояниях, связанных, в частности, и со старением [116–119], снижает аппетит через гипоталамический центр, но одновременно увеличивает нервно-мышечную активность и сроки жизни у мышей [120]. Помимо тиопролина, в качестве внутриклеточных источников цистеина для синтеза глутатиона в клетках организма и антиоксидантной защиты успешно используются N-ацетилцистеин и 2-оксотиазолидин-4-карбоновая кислота, которые также легко проникают в клетки (в отличие от глутатиона), где расщепляются соответственно N-диацетилазой и 5-оксопролиназой с высвобождением цистеина. Но, как показывают опыты in vitro, синтез глутатиона в клетках наиболее эффективно усиливается ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН под влиянием цистина [116, 121–124]. Недавно синтезированы производные 2-оксотиазолидин-4-карбоновой кислоты, которые показали высокую анти-HIV-1/Ba-L-активность [125]. Тиопролин, имея структурное сходство с пролином, существенно влияет на его транспорт, обмен и окисление [126]. Рост опухолей сопровождается снижением в организме содержания глутатиона, что связано с усиленным потреблением ими аминокислот, необходимых для его синтеза, в частности цистеина. Учитывая важную роль глутатиона в антиоксидантной, детоксицирующей, иммунной и, следовательно, противоопухолевой защите, изучалось влияние предшественника его синтеза тиопролина на рост опухолей, но позитивного эффекта при этом выявлено не было [127, 128]. Тем не менее, профилактическое значение использования тиопролина как противоопухолевого препарата представляется весьма перспективным. Это связано с тем, что тиопролин в организме легко нитрозируется с образованием N-нитрозотиопролина. В качестве нитрозирующих агентов в этой реакции, как и с другими аминами, могут участвовать активные формы азота (нитриты, NO, NO2, N2O3, пероксинитрит и др.) экзогенного и эндогенного происхождения. Поступающие в организм нитраты также N-нитрозируют тиопролин, но опосредованно, предварительно восстанавливаясь в нитрит с помощью редуцирующих ферментов микроорганизмов, которые заселяют ротовую полость и желудочно-кишечный тракт, либо тканевыми системами гемоглобина и ксантиноксидазы [129, 130]. В организме животных и человека нитрозируется также пролин с образованием N-нитрозопролина. Оба N-нитрозопроизводные тиопролина и пролина являются нелетучими и метаболически инертными (не биотраснсформируются, не обладают канцерогенным и мутагенным действием) соединениями, которые почти полностью выводятся с мочой. Несмотря на то, что количество пролина в организме многократно преобладает над количеством тиопролина, содержание N-нитрозотиопролина в моче, наоборот, значительно больше, чем N-нитрозопролина [131–133]. Связано это с тем, что тиопролин, как показано в опытах in vitro, нитрозируется на несколько порядков быстрее, чем пролин [131, 134, 135]. Многими исследованиями, проведенными на животных и человеке, показано возрастание содержания N-нитрозотиопролина в моче в ответ на поступление в организм нитратов, нитритов, N-нитрозосоединений и других ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 нитрозирующих агентов, а также при действии факторов, вызывающих индукцию эндогенного синтеза оксида азота [134, 135]. Значительное увеличение содержания N-нитрозотиопролина в моче выявлено у лиц, потребляющих в пищу треску с овощами, содержащую соответственно тиопролин и нитраты [136], а также жующих табак [137]. Аскорбиновая кислота у человека и морских свинок, неспособных к ее синтезу, усиливает окисление оксидов азота и нитрита в нитрат, ингибирует реакции нитрозирования и тем самым снижает содержание N-нитрозотиопролина в моче [132, 135, 138]. Таким образом, количество N-нитрозотиопролина в моче может в какой то мере отражать “нагруженность” активными формами азота и нитрозирующую активность организма. Так как последняя позитивно связана с эндогенным синтезом канцерогенных N-нитрозосоединений (NDMA, N-нитрозоморфолина и др.), то тест на содержание N-нитрозотиопролина в моче может быть полезен для определения риска развития онкозаболеваний [139]. C другой стороны, тиопролин может быть использован как препарат антиканцерогенного действия, связанного с перехватом реактивных форм азота, идущих на синтез канцерогенных N-нитрозосоединений и образующихся при их денитрозировании в кислой среде желудка [140, 141]. Недавно на экспериментальной модели дуоденогастроэзофагального рефлюкса у крыс было показано, что тиопролин существенно препятствует развитию эзофагальной аденокарциномы [142]. Тиопролин также предотвращал рост опухоли в оставшейся после резекции части желудка у крыс с дуоденальным рефлюксом [143]. Малигнизация в этих экспериментах, которые моделируют развитие опухоли при дуоденальном и дуоденогастроэзофагальном рефлюксах у людей, вызванных оперативными вмешательствами на желудке и другими факторами, связывают с образованием N-нитрозосоединений микрофлорой кишечника. Антиканцерогенные свойства тиопролина позволяют рекомендовать для профилактики онкозаболеваний потребление в пищу продуктов, содержащих тиопролин. Он обнаруживается в подвергнутых варке рыбе(треске), сухих грибах и различных овощах. Термальная обработка значительно увеличивает его содержание в этих пищевых продуктах [144]. Металлотионеины. Совместной мишенью воздействия оксида азота и формальдегида могут быть металлотионеины (МТ), которые представляют собой семейство терморезис83 ОГЛяДИ тентных белков с низкой молекулярной массой (около 3 500–14 000 Да) и очень высоким (30 моль%) содержанием цистеина. Эти белки обнаруживаются в различных типах клеток и тканей всех эукариотов (а также у некоторых прокариотов) преимущественно в цитоплазме в виде изоформ, кодируемых несколькими генами: у мышей – 4, а у человека – 10. МТ со стороны N- и C-концов полипептидной цепи имеют два домена, которые содержат 20 остатков цистеина, способных прочно связывать двухвалентные металлы и формировать металлотиолатные кластеры. В N-терминальном αβ-домене 11 цистеиновых остатков связывают 4 атома металла, а в C-терминальном β-домене 3 атома металла присоединяются к 9 цистеиновым остаткам. Сродство к тем или иным металлам у этих доменов неодинаково. Так, аминотерминальный домен предпочтительно связывает Zn 2+, а карбоксилтерминальный домен имеет бóльшее сродство к Cd+2 [145]. При окислении МТ металлы из них высвобождаются. Наличие металлов стабилизирует вторичную структуру МТ, в результате чего они становятся менее уязвимыми к протеолизу. Благодаря высокому содержанию цистеиновых остатков МТ при физиологических условиях осуществляют связывание, транспортировку и регуляцию гомеостаза Zn 2+, Cu2+ и Fe2+ в клетках, а также детоксикацию поступающих в организм тяжелых металлов, таких как Pb+2, Cd+2, Hg+2 и др. К тому же, МТ удаляют свободные радикалы, включающие различные реакционные виды кислорода и азота, такие как, например, O2·-, Н2О2, HOO, HO, NO и ОNОО-, и тем самым предохраняют клетки от оксидативного повреждения [146, 147]. В этом отношении они более универсальны и результативны, чем глутатион. Константа скорости в реакции МТ с гидроксильными радикалами на 2 порядка выше, чем у глутатиона [148]. Проблемы с обменом и функциями МТ рассматривают среди причин злокачественной трансформации клеток, развития аутизма, болезни Альцгеймера, Паркинсона, Дауна и других нейродегенеративных процессов [149, 150]. В силу большой физиологической активности для МТ свойственны повышенная скорость оборота и малое время полужизни. Синтез этих белков усиливается в ответ на воздействие ионов тяжелых металлов (особенно таких как цинк, медь, кадмий и ртуть), глюкокортикоидов, стероидных гормонов, липополисахаридов, цитокинов, опухолевого некротического фактора (TNF), антиопухолевых препаратов, ионизирующего излучения, 84 гипероксидации и т.д. В процессе индукции значительно возрастает скорость оборота МТ, так как вызванное экспрессией генов быстрое увеличение количеств мРНК и белковых молекул сопряжено с ускорением их распада. Протеолиз МТ осуществляется лизосомальными катепсинами и значительно облегчается после высвобождения металлов [151]. Концентрации МТ, определяемые в клетках, весьма значительны и на пике индукции многократно возрастают. Так, у человека в лейкоцитах крови они составляют около 1 мМ, а в печени определяются в пределах от 0,017 до 2,5 мМ [152]. МТ можно представить как внутриклеточные контейнеры металлов и цистеина, из которых они при необходимости высвобождаются в процессе протеолиза [153–155]. Есть достаточно экспериментальных данных о влиянии оксида азота на обмен металлотионеинов. В опытах in vitro на клетках HepG2 с помощью метода ПЦР установлено, что нитропруссид натрия (донор NO) вызывает индукцию транкрипции генов нескольких изоформ МТ [156]. При воспалении в условиях нитрозативного стресса происходит индукция экспрессии МТ, что является защитной реакцией клеток на прооксидантное и цитотоксическое действие NO [157]. NO способен непосредственно взаимодействовать c МТ путем образования динитрозильного комплекса негемового железа (DNIC), обладающего парамагнитными свойствами [157, 158], осуществляя S-нитрозирование с цистеиновыми остатками в связывающих металлы центрах или других местах этих белков, а также вызывая окислительное образование внутримолекулярных дисульфидных мостиков. В результате какого-либо из этих воздействий изменяется конформация МТ, что сопровождается высвобождением металлов из тиолатных кластеров преимущественно N-терминального α-домена. При этом, как и в случае влияния формальдегида, ускоряется протеолиз МТ. Исследования в опытах in vitro влияния оксидов азота на МТ и их апобелковую часть (апо-МТ или тионеин) показали, что апо-МТ является более реакционноспособным, чем содержащий металлосерные кластеры МТ [159]. Последствия указанных воздействий NO на МТ наиболее обстоятельно прослежены в отношении обмена Zn 2+. Последний интересует исследователей как сигнальная молекула, как структурный компонент более 300 ферментов и целого класса транскрипционных факторов, ингибитор апоптоза и митохондриального дыхания. Zn 2+ ингибирует также эксISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН Металлотионеины Рис. 3. Роль формальдегида и NO в метаболизме металлотионеинов прессию iNOS и, следовательно, образование NO [160–168]. Значительно меньше известно относительно влияния формальдегида на обмен металлотионеинов. Имеются экспериментальные данные, указывающие на то, что у мышей при воздействии формальдегида в печени индуцируется синтез de novo МТ [169], а также снижается содержание цинка, меди и железа в ткани легких у крыс [170]. Последнее является непрямым свидетельством усиления катаболизма МТ, сопровождаемого изменением состояния гомеостаза металлов. Возможно оно обусловлено тем, что формальдегид модифицирует структуру апо-МТ путем метилирования, образования поперечных сшивок и т.д. Из изложенного выше следует, что система МТ служит мишенью воздействия ФА и NO, через которую осуществляются изменения в обмене цинка, меди, железа и других тяжелых металлов, формирующие физиологические или токсические процессы в клетках и тканях организма. Механизм вовлечения ФА и NO в обмен металлотионеинов можно проиллюст- ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 рировать схемой (рис. 3), согласно которой ФА и NO интенсифицируют обмен металлотионеинов за счет усиления скорости их синтеза на уровне генной экспрессии и ускорение катаболизма в результате модификации структуры МТ. Под влиянием ФА и NO в процессе катаболизма последовательно (или одновременно) осуществляется высвобождение металлов из МТ и протеолиз тионеина, приводящий к образованию свободного цистеина. Эта аминокислота, реагируя с формальдегидом, образует тиопролин, который нитрозируется в N-нитрозотиопролин и в таком виде экскретируется из организма. Активация этого пути катаболизма свободного цистеина может способствовать уменьшению его внутриклеточного фонда, что ограничивает возможность синтеза МТ. Расход NO для синтеза N-нитрозотиопролина и угнетение iNOS металлами, высвобождаемыми из МТ, направлены на уменьшение внутриклеточного содержания NO и его реактивных производных, которые препятствуют индуцируемому ими синтезу и деградации МТ. 85 ОГЛяДИ Роль взаємодії шляхів метаболізму фоРмальдегіду та оксиду азоту в механізмі їх токсичної дії. 3. основні ділянки обміну фоРмальдегіду та оксиду азоту, що опосеРедковують їхні ефекти М. П. Дмитренко1, А. Холіан2 Інститут екогігієни і токсикології ім. Л. І. Медведя, Київ, Україна; 2 Center for Environmental Health Sciences, The University of Montana, USA; e-mail: dmitr@medved.kiev.ua; mpdmitr@yandex.ru 1 Наводяться дані про основні ділянки метаболізму, де перетинаються шляхи реакцій і через які опосередковується регуляторна або токсична дія формальдегіду й оксиду азоту. До таких, зокрема, належить залежний від глутатіону формальдегіддегідрогеназний шлях відновлення S-нітрозоглутатіону, семікарбазидчутлива аміноксидазна (SSAO) та NOсинтазна системи; перетворення тіопроліну і металотіонеїнів, включно з реакціями нітрозування. Обговорюються можливості утворення в організмі гексаметилентетраміну та його перетворення за умов гіперпродукції формальдегіду і нітрозативного стресу. Розглядається роль спільних для формальдегіду і оксиду азоту ділянок метаболізму в механізмах токсичної дії цих сполук та розвитку патологічних станів. К л ю ч о в і с л о в а: оксид азоту, формальдегід, глутатіонзалежна формальдегіддегідрогеназа, S-нітрозоглутатіонредуктаза, семікарбазидчутлива аміноксидаза, тіопролін, гексаметилентетрамін, металотіонеїни. 86 role of interaction of metabolism paths of formaldehyde and nitrogen oxide in the mechanism of their toxic effect. 3. main metabolism sites of formaldehyde and nitric oxide mediating their effect N. P. Dmitrenko1, A. Holian2 Medvedev Institute of Ecohygiene and Toxicology, Kyiv, Ukraine; 2 Center of Environmental Health Sciences, The University of Montana, USA; e-mail: dmitr@medved.kiev.ua; mpdmitr@yandex.ru 1 Summary Data are presented concerning the basic metabolism sites, the reaction paths crossing in them and regulatory and toxical effect of formaldehyde and nitric oxide being mediated through them. In particular, they include: glutathione-formaldehyde-dependent dehydrogenase path of S-nitrosoglutathione reduction, semi-carbaside-sensitive amino-oxidase (SSAO) and NO-synthase systems; transformation of thioproline and metallothioneines, including nitrosation reactions. Possibilities of hexamethylenetetramine synthesis in the organism as well as its metabolism in conditions of formaldehyde hyperproduction and nitrosative stress are discussed. The role of metabolism sites, common for formaldehyde and nitric oxide, in the mechanisms of toxical effect of these compounds and development of pathologic states is considered. K e y w o r d s: nitric oxide, formaldehyde, glutathione-dependent formaldehyde dehydrogenase, S-nitrosoglutathione reductase, semicarbaside-sensitive aminoxidase, thioproline, hexamethylene tetramine, metallothioneines. ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН 1. IUBMB Enzyme Nomenclature// www.chem. qmul.ac.uk/iubmb/enzyme/EC1/1/1/284.html. 2. Lindahl R., Evces S. // J. Biol. Chem. – 1984. – 259, N. 19. – P. 11986–11990. 3. Ambroziak W., Pietruszko R. // Ibid. – 1991. – 266, N 20. – P. 13011–13018. 4. Mukerjee N., Pietruszko R. // Ibid. – 1994 – 269, N 34. – P. 21664–21669. 5. Cossins E. A. // Can. J. Biochem. – 1964. – 42, N 8. – Р. 1793–1802. 6. Mashford P. M., Jones A. R. // Xenobiotica. – 1982. – 12, N 2. – Р. 119–124. 7. Koivusalo M., Baumann M., Uotila L. // FEBS Lett. – 1989. – 257, N 1. – P. 105–109. 8. Danielsson O., Jornvall H. // Proc. Natl. Acad. Sci. – 1992. – 89, N 19. – P. 9247–9251. 9. Hedberg J. / Function expression and polymorphism of human alcohol dehydrogenase 3/glutathione dependent formaldehyde dehydrogenase. SBN: 91-628-4749-X. Dissertation from Karolinska Institutet, Stockholm. – 2001. 10. Höög J-O., Hedberg J. J., Strömberg P., Svensson S. // J. Biomed. Sci. – 2001. – 8, N 1. – P. 71–76. 11. Höög J-O., Strömberg P., Hedberg J. J., Griffiths W. J. // Chemico-Biological Interaction. – 2003. – 143, N 1. – P. 175–181. 12. Boleda M. D., Saubi N., Farrés J., Parés X. // Arch. Biochem. Biophys. – 1993. – 307, N 1. – P. 85–90. 13. Yang Z.-N., Davis G. J., Hurley T. D. et al. // Alcohol. Clin. Exp. Res. – 1994. – 18, N 3. – P. 587–591. 14. Duester G. // J. Nutrition. – 1998. – 128, N 2. – P. 459S–462S. 15. Molotkov A., Xiaohong F., Duester G. // Eur. J. Biochem. – 2002. – 269, N 10. – P. 2607– 2612. 16. Duester G. // J. Nutrition. – 1998. – 128, N 2. – P. 459S–462S. 17. Julia P., Farres J., Pares X. // Eur. J. Biochem. – 1987. – 162, N 1. – P. 179–189. 18. Godoy L., Gonzalez-Duarte R., Albalat R. // Int. J. Biol. Sci. – 2006. – 2, N 3. – P. 117–124. 19. Holmquist B., Vallee B. L. // Biochem. Biophys. Res. Commun. – 1991. – 178, N 3. – P. 1371– 1377. 20. Jensen D. E., Belca G. K., Du Bois G. C. // Biochem. J. –1998. – 331, N 3. – P. 659– 668. 21. Sakamoto A., Ueda M., Morikawa H. // FEBS Lett. – 2002. – 515, N 1. – P. 20–24. 22. Hedberg J. Jgriffiths, W. J., Nilsson S. J. F., Höög J-O. // Eur. J. Biochem. – 2003. – 270, N 6. – P. 1249–1256. ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 23. Thomas J. A. http://www.bb.iastate.edu/~bb404/ proteinoxidation.pdf. 24. Дмитренко Н. П., Холиан А. // Укр. биохим. журн. – 2005. – 77, № 5. – С. 5–26. 25. Jensen D. E., Belca G. K., Du Bois G. C. // Biochem. J. –1998. – 331, N 3. – P. 659– 668. 26. Fernandez M. R., Biosca J. A., Pares X. // Cell. Mol. Life Sci. – 2003. – 60, N 5. – P. 1013– 1018. 27. Liu L., Hausladen A., Zeng M. et al. // Nature. – 2001. – 410, N 3. – P. 490–494. 28. Liu L., Yan Y., Zeng M. et al. //Cell. – 2004. – 116, N 4. – P. 617–628. 29. Nilsson J. A., Zheng X., Sundqvist K. et al. // J. Dent. Res. – 77, N 11. – P. 1896–1903. 30. Que L. C., Liu L., Yan Y. et al. //Science. – 2005. – 308, N 5728. – P. 1618–1621. 31. Godoy L., Gonzаlez-Duarte R., Albalat R. // Int. J Biol. Sci. – 2006. – 2. – P. 117–124. 32. Tang J., Gary J. D., Clarke S., Herschman H. R. // J. Biol. Chem. – 1998. – 273, N 27. – P. 16935–16945. 33. Pawlak M. R., Scherer C. A., Chen J. et al. // Mol. and Cel. Biology. – 2000. – 20, N. 13. – P. 4859–4869. 34. Branscombe T. L., Frankel A., Lee J.-H. et al. // J. Biol. Chem. – 2001. – 276, N 35. – Р. 32971–32976. 35. Qi C., Chang J., Zhu Y. et al. // Ibid. – 2002. – 277, N 32. – P. 28624–28630. 36. Bachand F., Silver P. A. // EMBO J. – 2004. – 23, N 13. – P. 2641–2650. 37. Miranda T. B., Miranda M., Frankel A., Clarke S. // J. Biol. Chem. – 2004. – 279, N 22. – P. 22902–22907. 38. Lee D. Y., Teyssier C., Strahl B. D., Stallcup M. R. // Endocr. Rev. – 2005. – 26, N 2. – P. 147– 170. 39. Swiercz R., Person M. D., Bedford M. T. // Biochem. J. –2005. – 386, N 1. – P. 85–91. 40. Bedford M. T., Richard S. // Mol. Cell. – 2005. – 18, N 3. – P. 263–272. 41. Young P. R., Waickus C. M. // Biochem. Biophys. Res. Commun. – 1987. – 142, N 1. – P. 200–204. 42. Vallance P., Leone A., Calver A. et al. // Lancet. – 1992. – 339, N 8793. – P. 572–576. 43. Azuma H., Sato J., Hamasaki H. et al. // Br. J. Pharmacol. – 1995. – 115, N 6. – P. 1001– 1004. 44. Bogle R. G., MacAllister R. J., Whitley G. S., Vallance P. // Am. J. Physiol. – 1995. – 269, N 3. Pt. 1. – P. C750–C756. 45. Zoccali C., Bode-Bцger S. M., Mallamaci F. et al. // Lancet. – 2001. – 358, N 9299. – P 2113–2117. 87 ОГЛяДИ 46. Vallance P., Leiper J. // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. – 2004. – 24, N 6. – P. 1023– 1030. 47. Ogawa T., Kimoto M., Sasaoka K. // J. Biol. Chem. – 1989. – 264, N 17. – P. 10205– 10209. 48. Achan V., Broadhead M, Malaki M. et al. // Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. – 2003. – 23, N 8. – P. 1455–1459. 49. Zhang A. Q., Mitchell S. C., Smith R. L. // Xenobiotica. – 1994. – 24, N 12. – P. 1215– 1221. 50. Tamir S., Tannenbaum S. R. // Biochim. Biophys. Acta. – 1996. – 1288, N 2. – P. F31–F36. 51. Дмитренко Н. П., Главин А. А., Михайличенко В. М. и др. // Эксперим. онкол. – 1999. – 21. С. 104–110. 52. Methylamine Cas no. 74-89-5 Еvidence for Possible Carcinogenic Activity // ntp.niehs. nih.gov/ntp/htdocs/Chem_Background/ ExSumPdf/Methylamine.pdf. 53. Kroeger-Koepke M. B., Koepke S. R., McClusky G. A. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1981. – 78, N 10. – P. 6489–6493. 54. Kimoto M., Whitley G. S., Tsuji H., Ogawa T. // J. Biochem. – 1995. – 117, N 2. – P. 237– 238. 55. Nijveldt R., Siroen M. P. C., Teerlink T., van Leeuwen P. A. M. // J. Nutr. – 2004. – 134, N 10. – P. 2848S–2852S. 56. Leiper J., Murray–Rust J., McDonald N., Vallance P. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 2002. – 99, N 21. – P. 13527–13532. 57. Beltowski J. // Med. Hypotheses Res. – 2004. – 1, N 2/3. – P. 187–206. 58. Stuhlinger M. C., Stanger O. // Curr. Drug. Metab. – 2005. – 6, N 1. – P. 3–14. 59. Boger R. H., Bode-Boger S. M., TSAO P. S. et al. // J. Am. Coll. Cardiol. – 2000. – 36, N 7. – P. 2287–2295. 60. Bode-Boger S. M., Scalera F., Kielstein J. T. et al. //Am. Soc. Nephrol. – 2006. – 17, N 4. – P. 1128–1134. 61. Wu G., Morris S. M. J. // Biochem. J. – 1998. – 336, N 1. – P. 1–17. 62. Masuda H., Azuma H. // Nippon Yakurigaku Zasshi. – 2002. – 119, N 1. – P. 29–35. 63. Boger R. H. // Cardiovasc. Res. – 2003. – 59, N 4. – P. 824–833. 64. Beltowski J., Kedra A. // Pharmacol. Reports. – 2006. – 58, N 1. – P. 159–178. 65. Siroen M. P. C., Teerlink T., Nijveldt R. J. et al. // Annual Review of Nutrition. – 2006. – 26, N 1. – P. 203–228. 66. Beckman J. S., Beckman T. W., Chen J. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1990. – 87, N 4. – P. 1620–1624. 88 67. Pryor W. A., Jin X., Squadrito G. L. // Ibid. – 1994. – 91, N 23. – P. 11173–1177. 68. Stead L. M., Au K. P., Jacobs R. L. et al. // Am. J Physiol. Endocrinol. Metab. – 2001. – 281, N 5. – P. E1095–E1100. 69. Persky A. M., Brazeau G. A. // Pharmacol. Rev. – 2001. – 53, N 2. – P. 161–176. 70. Silber M. Creatines: creatine and phosphocreatine as pharmacosanation aids // http://www. sportsci.org/encyc/drafts/Creatine.doc (1998). 71. Poortmans J. R., Kumps A., Duez P. et al. // Med. Sci. Sports Exerc. – 2005. – 37, N 10. – P. 1717–1720. 72. Closs E. I., Scheld J.-S., Sharafi M., Förstermann U. // Molecular Pharmacol. – 2000 – 57, N 1. – P. 68–74. 73. MacKenzie A., Roger M. W. // British J. Pharmacol. – 2003. – 139. – Р. 1487–1497. 74. Shaul P. W. // J. Physiol. – 2003. – 547, N 1. – P. 21–33. 75. Schilling K., Opitz N., Wiesenthal A. et al. // Mol. Biol. Cell. – 2006. – 17, N 9. – P. 3870– 3880. 76. Oess S., Icking A., Fulton D. et al. // Biochem. J. – 2006. – 396, N 3. – P. 401–409. 77. Нardy T. A., May J. M. // Free Radic Biol Med. – 2002. – 32, N 2. – P. 122 – 131. 78. Jalkanen S., Salmi M. // EMBO J. – 2001. – 20, N 15. – P. 3893–3901. 79. Souto R. P., Vallega G., Wharton J. et al. // J. Biol. Chem. – 2003. – 278, N 20. – P. 18321– 18329. 80. Stolen C. M., Yegutkin G. G., Kurkijarvi R. et al. // Circulation Research. – 2004. – 95, N 1. – P. 50–57. 81. O’Sullivan J., Unzeta M., Healy J. et al. // Neurotoxicology. – 2004. – 25, N 1–2. – P 303–315. 82. Yu P. H., Lu L-X, Fan H. et al. // Am. J. Pathol. – 2006. – 168, N 3. – P. 718–726. 83. Matyus P., Dajka-Halasz B., Foldi A. et al. // Curr. Med. Chem. – 2004. – 11, N 10. – P. 1285–1298. 84. Vontor T., Socha J., Vecera M. // Collect. Czech. Chem. Commun. – 1972. – 37. – P. 2183– 2196. 85. Deng Y., Boomsma F., Yu P. H. // Life Sciences. – 1998. – 63, N 23. – P. 2049–2058. 86. Mitchell S. C., Zhang A. Q. // Clin Chim Acta. – 2001. – 312, N 1–2. – P. 107–114. 87. Carbaryl Health and Safety Guide // IPCS INCHEM. N 78. 88. Conklin D. J., Cowley H. R., Wiechmann R. J. et al. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. – 2004. – 286, N 2. – P. H667–H676. ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 Н. П. ДМИТРЕНКО, А. ХОЛИАН 89. Vaccari A., Saba P., Mocci I., Ruiu S. // J. Pharmacol. Exp. Ther. – 1999. – 288, N 1. – P. 1–5. 90. Patterson, Thuente, Skaar & Christensen P. A. Patents. 20050180956 // http://www. freshpatents.com/Patterson-Thuente-SkaarChristensen-PA-cndirp.php. 91. Mundorf M. L., Hochstetler S. E., Wightman R. M. // J. Neurochem. – 1999. – 73, N 6. – Р. 2397– 2405. 92. Szerb J. C., Butterworth R. F. // Prog. Neurobiol. – 1992. – 39, N 2. – Р. 135–153. 93. Pirisino R., Ghelardini C., Расini A. et al. // British J. Pharmacol. – 2004. – 142, N 2. – P. 381–389. 94. Pirisino R., Ghelardini C., Banchelli G., Galeotti N., Raimondi L. // Ibid. – 2001. – 134, N 4. – P. 880–886. 95. Pirisino R., Ghelardini C., De Siena G. et al. // Med. Sci. Monit. – 2005. – 11, N 8. – P. RA257–RA 261. 96. Raimondi L., Alfarano C., Pacini A. et al. // British J. Pharmacol. – 2007. – 150, N 8. – Р. 1003–1010. 97. Tipton K. F., O’Sullivan M. I., Davey G. P., O’Sullivan J. // Biochem. Soc. Trans. – 2003. – 31, N 3. – P. 711–715. 98. Gubisne-Haberle D., Hill W., Kazachkov M. et al. // J. Pharmacol. Exp. Ther. – 2004. – 310, N. 3. – P. 1125–1132. 99. Vega A., Chacon P., Monteseirin J. et al. // J. Leukoc. Biol. – 2004. – 75, N 6. – P. 1093– 1101. 100.Morin N., Lizcano J. M., Fontana E. et al. // J. Pharmacol. Exp. Ther. – 2001. – 297, N 2. – P. 563–572. 101.Fontana E., Boucher J., Marti L. et al. // Biochem. J. – 2001. – 356, N 3. – P. 769– 777. 102.Неrnander M., Sole M., Boada M., Unzeta M. // Biochim. Biophys. Acta. – 2006. – 1763, N 2. – P. 164–173. 103.WHO Food Additives Series 1972, No. 1, Hexamethylenetetramine. 104.Craig C. R., Stitzel R. E. Modern Pharmacology, Second Edition. – 1986. – P. 652 / Little and Brown Company, Boston, Toronto. 105.Andrew D. J., Lindsay C. D. // Hbm. Exp. Toxicol. – 1998. – 117, N 1. – P. 373–379. 106.Anticancer compositions comprising methenamine. http://www.freshpatents. com/Anticancer-compositions-comprisingmethenamine-dt20060413ptan20060079463. php. 107.Ismail-Zade R. S. // Exp. Oncol. – 2005. – 27, N 1. – P. 61–64. ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5 108.Herpel M., Rehse K. // Archiv der Pharmazie. – 1999. – 332, N 7. – P. 255–257. 109.Andrews A. W., Fornwald J. A., Lijinsky W. // Toxicol. Appl. Pharmacol. – 1980. – 52, N 2. – P. 237–244. 110.Crebelli R., Falcone E., Aquilina G., Carere A. // Toxicol. Lett. – 1984. – 23, N 3. – P. 307– 313. 111.Маckenzie C. G., Harris J. // J. Biol. Chem. – 1957. – 227, N 1. – P. 393–406. 112.Debey H. J., Mackenzie J. B., Mackenzie C. G. // J. Nutrit. – 1958. – 66, N 4. – P. 607–619. 113.Вöhler S., Wagner K., Bassler K. N. // Infusionstherapie. – 1989. – 16, N 2. – P. 82– 86. 114.Miquel J. // Ann. N. Y. Acad. Sci. – 2002. – 959, N 1. – P. 508–516. 115.Lubec B., Hjelm M., Hoeger H. et al. // Amino Acids. – 1997. – 12, N 3–4. – P. 343–351. 116.Blanko B., Ferrander M. D., Correa R. et al. // Biofactors. – 1999. – 10, N 2–3. – P. 179–185. 117.Correa R., Blanco B., Del Rнo M. et al. // Ibid. – P. 195–200. 118.Correa R., Del Rio M., De la Fuente M. // Immunopharmacol. – 1999. – 44, N 3. – P. 281–291. 119.De la Fuente M., Ferrandez M. D., Del Rio M. et al. // Mech. Ageing Dev. – 1998. – 104, N 3. – P. 213–225. 120.Navarro A., Sanchez-Pino M. J., Gomez C. et al. // Antioxid. Redox. Signal. – 2007. – 9, N 1. – P. 131–141. 121.Williamson J. M., Meister A. // J. Biol. Chem. – 1982. – 257, N 20. – P. 12039–12042. 122.Meister A., Anderson M. E., Hwang O. // Nutrition. – 1986. – 5, N 2. – P. 137–151. 123.Bohler S., Neuhauser-Berthold M. // Z. Ernahrungswiss. – 1989. – 28, N 1. – P. 32–35. 124.Kranich O., Dringen R., Sandberg M., Hamprecht B. // Glia. – 1998. – 22, N 1. – P. 11–18. 125.Oiry J., Puy J. Y., Mialocq P. et al. // J. Med. Chem. – 1999. – 42, N 23. – P. 4733–4740. 126.Greth W. E., Their S. O., Segal S. // Metabolism. – 1978. – 27, N 8. – P. 975– 985. 127.Gosalvez M. // Biomed. Pharmacother. – 1982. – 36, N 8–9. – P. 387–388. 128.Recasens M. A., Possompes B., Astre C. et al. // J. Nutrition. – 1992. – 122, N 1. – P. 19–27. 129.Реутов В. П., Сорокина Е. Г. // Биохимия. – 1998. – 63, вып. 7. – С. 1029–1040. 130.Дмитренко Н. П., Кишко Т. О., Шандренко С. Г. // Укр. біохім. журн. – 2001. – 73, N 6. – С. 113–118. 131.Tsuda M., Hirayama T., Sugimura T., Kakizoe T. // IARC Sci. Publ. – 1984. – 57. – P. 87–94. 89 ОГЛяДИ 132.Otsuka M., Sakashita Y., Arakawa N., Tsuda M. // Food Chem. Toxicol. – 1992. – 30, N 9. – P. 765–769. 133.Tricker A. R. // Eur-J-Cancer-Prev. – 1997. – 6, N 3. – P. 226–268. 134.Tsuda M., Kurashima Y. // IARC Sci. Publ. – 1991. – 105. – P. 123–128. 135.Tsuda M., Kurashima Y., Kosaka H. et al. // Cancerogenesis. – 1995. – 16, N 11. – P. 2653– 2657. 136.Tsuda M., Frank N., Sato S., Sugimura T. // Cancer. Res. – 1988. – 48, N 14. – P. 4049– 4052. 137.Chakradeo P. P., Nair J., Bhide S. V. // Cancer Lett. – 1994. – 86, N 2. – P. 187–194. 138.Kosaka H., Terada N., Ito Y., Uozumi M. // Life Sci. – 1990. – 46, N 17. – Р. 1249–1254. 139.Satarug S., Haswell-Elkins M.R., Tsuda M. et al. // Cancerogenesis. – 1996. – 17, N 5. – P. 1075–1081. 140.Miwa M., Tsuda M., Kurashima Y. et al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. – 1989. – 159, N 2. – P. 373–378. 141.Frank N., Tsuda M., Ohgaki H. et al. // Cancer Lett. – 1990. – 50, N 3. – P. 167–172. 142.Kumagai H., Mukaisho K., Sugihara H. et al. // Carcinogenesis. – 2004. – 25, N 5. – P. 723– 727. 143.Suo M., Mukaisho K., Shimomura A. et al. // Cancer Lett. – 2006. – 237, N 2. – P. 256– 262. 144.Suvachittanont W., Kurashima Y., Esumi H., Tsuda M. // Food Chemistry. – 1996. – 55, N 4. – P. 359–363. 145.Zangger K., Oz G., Haslinger E. et al. // FASEB J. – 2001. – 15, N 7. – Р. 1303–1305. 146.Baird S. K., Kurz T., Brunk U. T. // Biochem J. – 2006. – 394, N 1. – P. 275–283. 147.Lee D. W., Andersen J. K., Kaur D. // Mol. Interventions. – 2006. – 6, N 1. – P. 89–97. 148.Li X., Chen H., Epstein P. N. // J. Biol. Chem. – 2004. – 279, N 1. – P. 765–771. 149.Metallothionein, From Wikipedia, the free encyclopedia // http://en.wikipedia.org/wiki/ Metallothionein. 150.Metallothionein-III and Alzheimer’s Disease // http://www.hms.harvard.edu/bbsm/keung. htm. 151.Hahn S. H., Yoo O. J., Gahl W. A. // Exp. Mol. Med. – 2001. – 33, N 1. – Р. 32–36. 152.Hagrman D., Goodisman J., Dabrowiak J. C., Souid A. K. // Drug Metabolism and Dispos. – 2003. – 31, N 7. – P. 916–923. 90 153.Miles A. T., Hawksworth G. M., Beattie J. H., Rodilla V. // Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. – 2000. – 35, N 1. – P. 35–70. 154.Palmiter R. D. // PNAS. – 1998. – 95, N 15. – P. 8428–8430. 155.Chen H., Carlson E. C., Pellet L. et al. // Diabetes. – 2001. – 50, N 9. – P. 2040– 2046. 156.Chung M. J., Hogstrand C., Lee. S. J. // Experimental Biology and Medicine. – 2006. – 231, N 9. – P. 1555–1563. 157.Schwarz M. A., Lazo J. S., Yalowich J. C. et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. – 1995. – 92, N 10. – P. 4452–4456. 158.Kennedy M. C., Gan T., Antholine W. E., Petering D. H. // Biochem. Biophys. Res. Commun. – 1993. – 196, N 2. – P. 632–636. 159.Petering D. H., Zhu J., Krezoski S. et al. // Experim. Biol. Medicine. – 2006. – 231, N 9. – P. 1528–1534. 160.Berg J. M., Shi Y. // Science. – 1996. – 271, N 5252. – P. 1081–1085. 161.Chung M. J., Hogstrand C., Lee S. J. // Experim. Biol. Medicine. – 2006. – 231, N 9. – P. 1555–1563. 162.Gow A. J., Ischiropoulos H. // Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. – 2002. – 282, N 2. – P. L183–L184. 163.Zhang L.-M., Croix C. St., Cao R. et al. // Exp. Biol. And Med. – 2006. – 231, N 9. – Р. 1507–1515. 164.Zangger K., Oz G., Haslinger E. et al. // FASEB J. – 2001. – 15, N 7. – Р. 1303–1305. 165.Gow A. J., Farkouh C. R., Munson D. A. et al. // Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. – 2004. – 287, N 2. – P. L262–L268. 166.Wiseman D. A., Wells S. M., Wilham J. et al. // Am. J. Physiol. Cell Physiol. – 2006. – 291, N 3. – P. C555–C568. 167.Croix C. M. St., Leelavaninchkul K., Watkins S. C. et al. // The Proceedings of the American Thoracic Society. – 2005. – 2, N 3. – P. 236–242. 168.Chen W.-Q., Cheng Y.-Y., Zhao X.-L. et al. // Experim. Biol. Medicine. – 2006. – 231. – P. 1564–1568. 169.Goering P. L. // Toxicol. Appl. Pharmacol. – 1989. – 98, N 2. – P. 325–37. 170.Songur A., Kus I., Sahin S., Sögüt S. et al. // Europ. J. General Medicine. – 2005. – 2, N 2. – P. 62–68. Получено 09.07.2007 ISSN 0201 — 8470. Укр. біохім. журн., 2007, т. 79, № 5
